Un circuit reliant les neurones de la neurotensine du septum latéral au noyau tubaire contrôle l'alimentation hédonique

Molecular Psychiatry volume 27, pages 4843–4860 (2022)Citer cet article

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Le comportement alimentaire est régulé à la fois par les besoins homéostatiques de l'organisme et par les valeurs hédoniques de l'aliment. L'accès facile à des aliments savoureux à forte densité énergétique et l'épidémie d'obésité qui en résulte soulignent le besoin urgent d'une meilleure compréhension des circuits neuronaux qui régulent l'alimentation hédonique. Ici, nous rapportons que les neurones positifs à la neurotensine dans le septum latéral (LSNts) jouent un rôle crucial dans la régulation de l'alimentation hédonique. Faire taire les LSNt favorise spécifiquement l'alimentation d'aliments appétissants, tandis que l'activation des LSNt supprime l'alimentation globale. Les neurones LSNts se projettent vers le noyau tubéreux (TU) via la signalisation GABA pour réguler l'alimentation hédonique, tandis que le signal de neurotensine de LSNts → le noyau supramammillaire (SUM) est suffisant pour supprimer l'alimentation globale. L'imagerie calcique in vivo et la manipulation optogénétique révèlent deux populations de neurones LSNts activés et inhibés pendant l'alimentation, qui contribuent respectivement à la recherche et à la consommation de nourriture. L'activation chronique de LSNts ou LSNts → TU est suffisante pour réduire l'obésité induite par un régime riche en graisses. Nos résultats suggèrent que LSNts → TU est une voie clé dans la régulation de l'alimentation hédonique.

L'incidence de l'obésité et des maladies métaboliques associées a augmenté rapidement au cours des dernières décennies et est devenue un problème de santé majeur dans le monde [1]. L'un des principaux facteurs sous-jacents à la pandémie d'obésité est la suralimentation causée par la disponibilité écrasante d'aliments très appétissants et riches en calories dans la société moderne. L'alimentation peut être motivée par les demandes énergétiques, qui est un mécanisme conservé au cours de l'évolution pour maintenir l'homéostasie métabolique. Cette alimentation homéostatique est étroitement contrôlée par l'activité des réseaux cérébraux et des hormones circulantes [2,3,4]. D'autre part, l'alimentation hédonique est motivée par le plaisir de consommer des aliments appétissants sans besoin métabolique, qui est un facteur majeur contribuant à la suralimentation et à l'obésité [5].

Bien que les circuits neuronaux qui interviennent dans l'alimentation homéostatique aient été largement étudiés, on en sait beaucoup moins sur les substrats neuronaux régulant l'alimentation hédonique [6,7,8]. L'alimentation homéostatique et hédonique pourrait être traitée par des circuits neuronaux séparés et distincts [6]. Les noyaux hypothalamiques, y compris le noyau arqué (ARC) et la zone hypothalamique latérale (LHA), sont bien reconnus dans la médiation de l'alimentation homéostatique qui transforme les signaux de faim en recherche et consommation de nourriture [9]. Généralement, l'alimentation hédonique est supposée être médiée par le système de récompense dopaminergique mésolimbique, y compris la zone tegmentale ventrale (VTA) et sa cible, le noyau accumbens (NAc) [2, 10, 11]. Cependant, les souris génétiquement modifiées déficientes en dopamine arrêtent de s'alimenter et meurent quelques semaines après la naissance [12], ce qui suggère que le système dopaminergique VTA joue également un rôle crucial dans la régulation des comportements importants pour la survie des animaux, tels que l'alimentation homéostatique. De plus, les neurones exprimant le peptide lié à l'agouti (AGRP) dans l'ARC sont bien caractérisés dans le contrôle de l'alimentation homéostatique [13]. L'ablation des neurones AGRP supprime la consommation d'aliments ordinaires mais n'a eu aucun effet sur l'apport alimentaire agréable au goût induit par la ghréline [14]. Selon une étude récente, l'activation de l'entrée du thalamus paraventriculaire antérieur (aPVT) dans le NAc favorise l'alimentation hédonique d'aliments riches en graisses mais n'a aucun effet sur la consommation de nourriture pendant la nuit [15]. Ces études ont suggéré que des circuits neuronaux distincts pourraient contribuer différemment à l'alimentation homéostatique et hédonique.

Le septum latéral (LS) reçoit les entrées de l'hippocampe et envoie des projections massives à l'hypothalamus ; ainsi, il est particulièrement bien placé pour intégrer des informations contextuelles, telles que la palatabilité des aliments, pour guider le comportement alimentaire. Des études antérieures ont suggéré des rôles potentiels pour le LS dans la régulation à la fois de l'alimentation générale et de l'anxiété induite par le stress [4, 16]. Cependant, on sait peu de choses sur la façon dont les types de cellules et les circuits LS contribuent à l'alimentation hédonique.

Nous avons examiné l'implication du LS dans la régulation de l'alimentation hédonique en examinant l'activation cérébrale lors de la consommation d'aliments agréables au goût sans déficit énergétique, puis comparé l'activation du LS lors de la consommation d'aliments ordinaires par rapport à des aliments agréables au goût. En utilisant cette approche, nous avons identifié un sous-ensemble de neurones GABAergiques exprimant la neurotensine dans le septum latéral (LSNts) qui a été spécifiquement activé pendant l'alimentation hédonique. Faire taire les LSNt avec une inactivation synaptique médiée par la neurotoxine tétanique ou des approches optogénétiques favorise spécifiquement l'alimentation avec des aliments savoureux. Cependant, l'activation des LSNt supprime l'alimentation globale. Le neurotransmetteur canonique GABA et la neurotensine neuropeptide contribuent aux effets modulateurs des neurones LSNts sur l'alimentation. Les LSNt se projettent vers le noyau tubéreux (TU) via le GABA pour réguler l'alimentation hédonique, tandis que le signal de la neurotensine dans les LSNt → le noyau supramamillaire (SUM) est suffisant pour supprimer l'alimentation globale. L'identification de types moléculaires, cellulaires et de circuits précis peut aider à développer de nouvelles thérapies ciblant l'alimentation hédonique pour le traitement de l'obésité et des maladies métaboliques associées.

Toutes les procédures d'élevage et expérimentales de cette étude ont été approuvées par les comités de protection et d'utilisation des animaux de l'Institut de technologie avancée de Shenzhen (SIAT) de l'Académie chinoise des sciences (CAS). Mâle adulte (3 à 5 mois) C57BL/6 J (Guangdong Medical Laboratory Animal Center, Guangzhou, Chine), Nts-ires-Cre (Jax No. 017525), Rosa26-LSL-Cas9 (Jax No. 024857) des souris ont été utilisées dans cette étude. Les souris ont été hébergées à 22-25 ° C sur un cycle circadien de lumière de 12 heures et de cycle d'obscurité de 12 heures.

Nous avons acheté AAV2/9-hSyn-mCherry-P2A-TetTox-WPRE-pA, AAV2/9-hEF1a-DIO--hM3D(Gq)-mCherry-WPRE-pA, AAV2/9-hSyn-DIO-hChR2(H134R) -mCherry-WPRE-pA, AAV2/9-hEF1a-DIO-eNpHR3.0-EYFP, AAV2/9-hSyn-FLEX-GCamP6s-WPRE-pA, AAV2/2Retro-hSyn-DIO-GCaMP6s-WPRE-pA, AAV2 /9-hEF1a-DIO-EYFP-WPRE-pA, AAV2/9-hEF1a-DIO-mCherry-WPRE-pA, AAV2/9-hSyn-FLEX-tdTomato-T2A--synaptophysine-EGFP-WPRE-pA, scAAV2/ 2Retro-hsyn-FLEX-Flpo-pA, AAV2/9-hEF1a--fDIO-hM3D(Gq)-mCherry-WPRE-pA de Tailtool. AAV-U6-sgRNA(LacZ)-pCbh-DIO--hM3D(Gq)-mCherry, AAV-U6-sgRNA(vGAT)-pCbh-DIO-hM3D(Gq)-mCherry et AAV--U6-sgRNA(Nts) -CAG-DIO-hM3D(Gq)-mCherry ont été fabriqués par BrainCase à l'aide de constructions fournies par Y. Dan de l'Université de Californie à Berkeley. Le N-oxyde de clozapine (BML-NS105-0025) a été acheté chez Enzo. Les CTB-488 (C34775), CTB-555 (C34776) et CTB-647 (C34778) ont été achetés chez Thermo Fisher. L'anticorps c-fos (2250) a été acheté auprès de Cell Signaling Technology. Les anticorps GFP (ab13970) et mCherry (ab167453, ab205402) ont été achetés chez Abcam. Les sondes d'ARN et les kits de réactifs d'hybridation in situ RNAScope ont été achetés auprès d'ACDbio.

Les souris ont été anesthésiées avec une injection intrapéritonéale de pentobarbital (80 mg/kg). Une chirurgie standard a été réalisée pour exposer la surface du cerveau au-dessus du LS, POA, AHN, TU ou SUM. Les coordonnées utilisées pour l'injection LS étaient : bregma + 0, 75 mm, latéral ± 0, 35 mm et dure-mère - 2, 85 mm. Les coordonnées utilisées pour l'injection POA étaient : bregma + 0, 62 mm, latéral ± 0, 25 mm et dure-mère - 4, 25 mm. Les coordonnées utilisées pour l'injection d'AHN étaient : bregma -0, 80 mm, latéral ± 0, 40 mm et dure-mère - 5, 0 mm. Les coordonnées utilisées pour l'injection TU étaient : bregma -1,94 mm, latéral ±1,20 mm et dure-mère -5,10 mm. Les coordonnées utilisées pour l'injection SUM étaient : bregma -3, 0 mm, latéral ± 0, 25 mm et dure-mère - 4, 4 mm. Les vecteurs AAV et CTB-488/594/633 ont été injectés stéréotaxiquement avec une pipette en verre connectée à un injecteur Nano-liter (Drummond Scientific Company) à un débit lent de 60 nl/min pour éviter des dommages potentiels au tissu cérébral local. La pipette a été retirée au moins 10 min après l'injection virale.

Pour les expériences d'inactivation synaptique et d'activation chimiogénétique, toutes les injections (AAV-DIO-EGFP-2A-TeNT, AAV-DIO-EYFP, AAV-DIO-hM3D-mCherry, AAV-DIO-mCherry, AAV-Retro-Flex-FlpO, AAV -fDIO-hM3D-mCherry, AAV-sgRNA(LacZ/vGAT/Nts)-DIO-hM3D-mCherry) étaient bilatéraux. Des tests comportementaux ont été effectués 3 semaines après l'injection virale. Pour les expériences de traçage de voie, les injections d'AAV (AAV-DIO-tdTomato-T2A-Synaptophysine-EGFP) et de CTB étaient unilatérales du même côté. Des analyses histologiques ont été réalisées 1 semaine (pour CTB) ou 3 semaines (pour AAV) après l'injection. Pour les expériences de manipulation optogénétique, de photométrie des fibres et d'imagerie calcique, les injections d'AAV (AAV-DIO-ChR2-mCherry, AAV-DIO-mCherry, AAV-DIO-eNpHR-EYFP, AAV-DIO-EYFP, AAV-DIO-GCaMP6m) ont été unilatérale et suivie d'une implantation de fibre optique ou de microscope miniature, comme décrit ci-dessous.

Trente minutes après les injections d'AAV, une férule en céramique avec une fibre optique (200 µm de diamètre, NA 0,37) a été implantée avec la pointe de la fibre au-dessus du LS (bregma +0,75 mm, latéral +0,35 mm et dure-mère -2,70 mm) , TU (bregma -1,94 mm, latéral +1,20 mm et dure-mère -4,80 mm) ou SUM (bregma -3,0 mm, latéral ±0,25 mm et dure-mère -4,1 mm). La virole a ensuite été fixée sur le crâne avec des résines photopolymérisables. Après l'implantation, la peau a été suturée et des antibiotiques ont été appliqués sur la plaie chirurgicale. Les expériences d'optogénétique et de photométrie des fibres ont été menées au moins 3 semaines après l'implantation de la fibre optique.

La procédure de chirurgie par microscopie miniature était telle que décrite précédemment (Resendez et al., 2016). Trois semaines après l'injection AAV-DIO-GCaMP6 AAV, une lentille GRIN (Go!Foton, Cat# CLHS050GFT009) a été implantée avec la pointe de la lentille au-dessus du LS (bregma +0,75 mm, latéral +0,35 mm et dure-mère -2,70 mm) . La lentille a ensuite été fixée sur le crâne avec des résines photopolymérisables. La plaque de base a été attachée 3 semaines après l'implantation de la lentille GRIN. Les expériences de comportement ont commencé au moins une semaine après la récupération de la fixation de la plaque de base.

Après injection de virus ou implantation de fibres, les souris ont été hébergées en groupes (3 à 5 animaux par cage) pendant au moins 3 semaines avant les tests comportementaux. Ils ont été manipulés quotidiennement par les expérimentateurs pendant au moins 3 jours avant les tests comportementaux. Tous les comportements ont été notés par les expérimentateurs, qui étaient aveugles au traitement des animaux. Toutes les expériences comportementales ont été répétées au moins 3 fois en laboratoire.

Les souris ont été hébergées individuellement au moins 3 jours avant les tests de prise d'aliments solides. Au cours des expériences de comportement alimentaire, les différents types d'aliments (aliments standard, aliments riches en saccharose ou aliments riches en graisses, ~ 20 g) ont été remplacés quotidiennement et les cages ont été changées quotidiennement pour empêcher les débris alimentaires de s'accumuler au fond. La consommation de nourriture a été calculée manuellement dans la cage de la maison au début de la phase d'obscurité (de 20 h 00 à 22 h 00) en retirant brièvement la nourriture des cages et en mesurant son poids. Et l'apport calorique a été calculé selon la feuille de charge. Pour éviter les effets potentiels du stress causé par un changement de régime, les souris ont été habituées à un nouveau régime pendant au moins 3 jours.

Pour l'expérience de cartographie c-fos, l'expérience d'alimentation a été réalisée avec ou sans déficit énergétique. Pour le groupe d'alimentation témoin, les souris ont été nourries avec la nourriture de laboratoire standard ad libitum. Pour le groupe d'alimentation hédonique, les souris avaient un accès illimité à la nourriture standard tandis que des aliments riches en saccharose étaient fournis pendant 2 h par jour pendant 7 jours continus. La prise alimentaire pendant cette période de 2 heures a été surveillée. Pour l'alimentation induite par un déficit énergétique aigu, la nourriture a été retirée pendant 22 heures (groupe à jeun) puis a reçu une alimentation standard (groupe à jeun + alimentation) ou une alimentation riche en saccharose (groupe à jeun + HSF). L'expérience a été répétée 3 fois en laboratoire.

Pour les expériences d'inactivation synaptique induite par TeNT et d'inactivation médiée par CRISPR/Cas9, les apports pour différents types d'aliments ont été mesurés successivement à l'état rassasié ou à jeun, comme décrit ci-dessus.

Pour les expériences d'activation chimiogénétique, la prise alimentaire a été mesurée 30 min après des injections intrapéritonéales de solution saline (0, 9%; 200 μl) ou de CNO (n ° de catalogue BML-NS105-0025, Enzo, 2 mg / kg de poids corporel dans une solution saline). Les apports pour différents types d'aliments ont été mesurés successivement à l'état rassasié ou à jeun.

Pour les tests d'apport alimentaire en liquide libre, les souris ont été individuellement mises en cage avec de la nourriture et de l'eau à volonté avant l'expérience. Au cours de l'expérience, les souris ont été placées dans la chambre de conditionnement opérant (22 cm × 16 cm × 15 cm, AniLab). Une goutte (10 μl) de liquide (eau, solution de saccharose à 10 %, Ensure ou solution d'amidon) a été délivrée toutes les 10 s, la séquence étant répétée 180 fois. Le liquide était expulsé par une pompe qui contenait la seringue contenant le liquide. Les léchages ont été surveillés par un lickomètre sur mesure avec un capteur tactile capacitif (Sparkfun MPR121) et un microcontrôleur (Arduino). Du jour 1 au jour 3, les souris ont été entraînées à lécher le bec. Pour les expériences d'inactivation synaptique induite par TeNT, après 3 jours d'entraînement, la consommation des différents liquides a été mesurée au jour 4. Pour les expériences d'activation chimiogénétique, les souris ont été divisées en deux groupes au hasard le jour 4 et ont été traitées avec une solution saline ou CNO (2 mg /kg de poids corporel dans une solution saline, IP) 30 min avant le test. Le lendemain (jour 5), les souris ont été traitées avec le CNO ou au contraire une solution saline et testées à nouveau. Pour les expériences d'inhibition optogénétique, un système laser à l'état solide pompé par diode de 593 nm a été utilisé pour générer le laser bleu de 593 nm pour la stimulation lumineuse. Un adaptateur FC/PC a été utilisé pour connecter la sortie du laser à la férule implantée pour la livraison de lumière intracrânienne. Au jour 4, les souris ont été placées dans la chambre de comportement et la consommation de nourriture liquide a été mesurée alors que la lumière était éteinte. Au jour 5, les souris ont été placées dans la même chambre pour le dosage de la prise alimentaire tandis qu'une stimulation par la lumière jaune était délivrée (593 nm) en permanence pendant toute la séance d'alimentation.

Pour l'alimentation conditionnée par signal de liquides (Ensure, nourriture liquide régulière, eau), un signal auditif de 1 s (20 kHz) a été présenté toutes les 20 à 24 s après le début de l'essai. Immédiatement après la présentation du signal, une goutte (10 μl) de nourriture liquide a été expulsée par une pompe qui contenait la seringue contenant le liquide. Les léchages ont été surveillés par un lickomètre sur mesure avec un capteur tactile capacitif (Sparkfun MPR121) et un microcontrôleur (Arduino).

Pour une alimentation libre à son rythme d'aliments liquides, les souris avaient un accès libre à Ensure via le bec du lickomètre pendant 30 minutes lors de chaque session d'alimentation à son rythme. Une goutte (10 μl) d'Ensure a été délivrée une fois qu'un léchage a été détecté. Chaque session de consommation à son propre rythme contenait généralement plusieurs épisodes de consommation. Chaque accès a été défini comme un léchage continu avec un intervalle entre les léchages inférieur à 6 s. La dynamique neuronale a été alignée sur le premier coup de langue de chaque combat pour une analyse plus approfondie.

Pour la manipulation optogénétique au cours de différentes expériences de phase d'alimentation sur la figure 5D – F, la lumière bleue (473 nm) a été délivrée à 20 Hz (durée d'impulsion de 20 ms) pendant la phase d'approche ou de consommation, tandis que la lumière jaune (593 nm) a été appliquée. constamment pendant la phase d'approche ou de consommation.

Le jour du test comportemental, les souris ont été transférées dans la salle de test et ont été habituées aux conditions ambiantes pendant 3 h avant le début des expériences. L'appareil a été nettoyé avec de l'éthanol à 20 % pour éliminer l'odeur des autres souris. Les souris ont été placées dans une chambre en plastique à champ ouvert (40 × 40 cm). Les emplacements des souris ont été surveillés à l'aide d'un logiciel de suivi MATLAB personnalisé à une fréquence d'échantillonnage de 30 Hz. La chambre a été conceptuellement divisée en un champ central (25 × 25 cm) et un champ périphérique pour l'analyse. La locomotion totale et le rapport du temps passé dans le centre ont été analysés.

Pour les expériences d'activation chimiogénétique aiguë, les souris ont été divisées en deux groupes au hasard et ont été traitées avec une solution saline ou CNO (2 mg/kg de poids corporel dans une solution saline, IP) 30 min avant le test. Les souris ont été autorisées à explorer librement pendant 10 min. Le lendemain, les souris ont été traitées avec le CNO ou au contraire une solution saline et testées à nouveau. Pour les expériences d'activation chimiogénétique chronique, les souris n'ont pas été traitées avec CNO avant le test.

Pour les expériences d'inhibition optogénétique, les souris ont été placées dans la chambre et une stimulation par la lumière jaune (593 nm, lumière continue avec 5 min ON et 5 min OFF entrelacées) a été délivrée pendant 20 minutes.

Après injection de virus, les souris ont été logées en groupes (3 à 5 animaux par cage) nourris avec la nourriture standard. Après 3 semaines, le poids corporel a été mesuré quotidiennement. Pour les expériences d'inactivation synaptique induite par TeNT, les souris ont été nourries avec la nourriture standard ou remplacées par des aliments riches en graisses. Pour les expériences d'activation chimiogénétique, les différents groupes ont été nourris avec de la nourriture standard ou remplacés par des aliments riches en graisses. Le CNO (1 mg/kg dans une solution saline, IP) a été injecté deux fois par jour.

La dépense énergétique a été mesurée à l'aide d'un système de calorimétrie indirecte (Oxymax, Columbus Instruments) installé sous une température ambiante constante (22–25 °C) et un cycle de lumière de 12 h et d'obscurité de 12 h. Les souris dans chaque chambre avaient libre accès à la nourriture et à l'eau.

Pour mesurer la glycémie, la queue de la souris a été coupée horizontalement à l'extrémité avec une lame de rasoir et une petite goutte de sang a été recueillie. Les niveaux de glucose ont ensuite été mesurés à l'aide d'un lecteur de glycémie (Bayer). Pour les expériences d'activation chimiogénétique, les taux basaux de glucose sanguin ont d'abord été mesurés au début de la phase sombre de la photopériode. Après des injections de CNO (2 mg/kg de poids corporel dans une solution saline, IP), les taux de glucose sanguin ont été mesurés 30 minutes plus tard. Aucun aliment n'a été fourni pendant la période de mesure de la glycémie. Pour les expériences d'inactivation synaptique induite par TeNT, la glycémie à jeun a été mesurée après un jeûne d'une nuit (16 h). Ensuite, ces souris à jeun ont reçu une dose orale (1,5 g/kg) d'une solution de D-glucose à 30 % (n° catalogue G6125, Sigma-Aldrich) par gavage. Le sang a été prélevé au départ et 10, 30, 60, 90 et 120 min après l'administration de glucose.

Pour la mesure de la pression artérielle et de la fréquence cardiaque, le système d'analyse de la pression artérielle BP-2000™ (système Visitech) a été utilisé et le guide de l'utilisateur a été suivi. Le BP-2000 utilise la photopléthysmographie par transmission, dans laquelle les variations de la quantité de lumière transmise à travers la queue ont été analysées pour déterminer la pression artérielle et le pouls. Les animaux ont d'abord été habitués à la mesure de la pression artérielle pendant 3 jours avant de commencer l'expérience formelle. Les mesures ont été effectuées entre 14 h et 16 h de chaque jour. Les souris ont été transférées dans une salle de mesure calme une à deux heures avant d'effectuer les mesures. Les souris ont été manipulées avec douceur afin de les garder aussi calmes que possible. Placez l'animal à l'intérieur d'un support, avec le brassard autour de sa queue, et placez la queue au bas de la rainure en forme de V du capteur. Afin de permettre aux animaux de se réchauffer suffisamment pour produire une bonne circulation sanguine dans la queue et leur permettre de s'habituer à être dans les porte-échantillons, un minimum de 5 mesures préliminaires a été effectué avant que les mesures réelles ne commencent à chaque session. Dix à vingt mesures réelles ont été effectuées à chaque session.

Pour les expériences d'activation chimiogénétique, la pression artérielle basale et la fréquence cardiaque ont été mesurées après 3 jours d'accoutumance. A la même heure le lendemain, la pression artérielle et la fréquence cardiaque ont été mesurées à nouveau après des injections de CNO (2 mg/kg de poids corporel dans une solution saline, IP).

Pour mesurer la température rectale, un thermomètre (TH-5 Thermalert, Physitemp) a été utilisé. Tout d'abord, mettez de la vaseline sur l'extrémité de la sonde du thermomètre. Lors de l'acquisition de la température rectale, la base de la queue de la souris a été fixée avec deux doigts puis soulevée doucement tandis que l'animal agrippait une tige métallique sur le couvercle de la cage avec ses pattes avant, permettant ainsi l'exposition de la zone anogénitale. Les excréments et l'urine ont été nettoyés pour minimiser les effets de confusion par la miction ou la défécation. Ensuite, la sonde recouverte de vaseline a été insérée dans le canal anal sur 1,5 centimètre et la température a été lue lorsqu'elle se stabilise. La température rectale a été mesurée au moins pendant trois jours consécutifs avant la collecte des données formelles. Pour les expériences chimiogénétiques, la température rectale a été mesurée 30 minutes après l'injection de CNO (Enzo, catalogue n° BML-NS105-0025, 2 mg/kg de poids corporel dans une solution saline, IP).

Des expériences de photométrie sur fibre ont été réalisées au moins 3 semaines après l'injection d'AAV-GCaMP6s. La fibre implantée a été connectée à Fiber Optic Meter (ThinkerTech, Nanjing, Chine) via un cordon de raccordement à fibre optique (200 μm, 0,37 NA, Inper, Hangzhou, Chine). Pour enregistrer les signaux de fluorescence, un faisceau d'une LED 480 a été réfléchi avec un miroir dichroïque, focalisé avec une lentille couplée à un détecteur CMOS (Thorlabs, Inc. DCC3240M). La puissance de la LED à l'extrémité du cordon de brassage était inférieure à 50 μW.

L'activité calcique neuronale des LSNts a été enregistrée chez des souris infectées par des GCaMP6 au cours d'une alimentation conditionnée ou à son propre rythme. Les signaux de léchage ont été recueillis à l'aide d'un léchomètre fait maison et acquis par le Fiber Optic Meter. L'analyse du signal a été effectuée avec des codes MATLAB écrits sur mesure. Le changement de fluorescence (ΔF/F) a été calculé comme (F-F0)/F0, où F0 est le signal de fluorescence de base (-6 à -4 s avant le premier coup de langue ou le début du signal). L'aire sous la courbe (AUC) a été calculée comme la moyenne ΔF/F de l'événement, qui était de -6 à 0 s pour la phase d'approche alimentaire et de 0 à 8 s pour la phase de consommation alimentaire.

Pour enregistrer Ca2 + de LSNts → TU ou LSNts → SUM, des AAV-Retro-DIO-GCaMP6 ont été injectés dans TU ou SUM et une fibre optique a été implantée à LS chez des souris Nts-ires-Cre. Afin d'éliminer les effets de la dérive de la ligne de base, la trace de fluorescence brute a été corrigée comme décrit par Xiao et al. (Xiao et al., 2020). Après correction de la dérive de la ligne de base, les signaux de fluorescence ont été notés en z par rapport à la moyenne et à l'écart type des signaux dans une fenêtre temporelle de -6 à -4 s avant le début du premier léchage.

Les souris avec plaque de base et microscope miniature attaché (miniscope UCLA V4, Open Ephys) ont été habituées à la chambre de comportement d'imagerie (35 cm × 30 cm) pendant au moins trois jours avant les séances d'imagerie. Les données d'imagerie ont été acquises à une fréquence d'images de 30 Hz et avec une puissance de LED de 15 % à 35 %. Les données d'imagerie du calcium ont été recueillies par UCLA Miniscope-DAQ-DT-Software. La synchronisation entre le microscope miniature et les événements liés au comportement (événements de léchage et de pompage) a été réalisée par une carte Arduino personnalisée.

L'analyse des séries chronologiques d'imagerie calcique a été réalisée en Python et MATLAB. Les données d'imagerie ont été spatialement sous-échantillonnées (deux fois en xy) et temporellement sous-échantillonnées (quatre fois). La factorisation matricielle non négative contrainte (CNMF-E) pour la microendoscopie a été utilisée pour extraire les réponses de fluorescence GCaMP associées à des neurones individuels à partir des données traitées (Zhou et al., 2018). En bref, nous avons estimé la réponse des neurones individuels par CNMF-E et supprimé manuellement les objets non neuronaux évidents qui avaient généralement des tailles de soma irréalistes (1 à 5 pixels) ou grandes (supérieures à 100 pixels).

Dans l'imagerie calcique conventionnelle, les signaux de fluorescence sont comparés en tant que ΔF/F. Nous avons utilisé la sortie brute inspectée de CNME-F comme ΔF pour l'analyse ultérieure. Pour rendre compte des réponses de fluorescence moyennes à travers les neurones au cours d'une session, ΔF normalisé a été calculé comme (ΔF - ΔFbaseline) / (ΔFmax - ΔFmin). ΔFbaseline était les réponses moyennes de -6 à -4 s d'un essai.

La demi-largeur et la durée de la réponse au Ca2+ ont d'abord été estimées à partir d'un ajustement de courbe linéaire dans MATLAB. Le coefficient de corrélation entre la demi-largeur de la réponse et la durée du combat a été calculé avec la fonction MATLAB « corrcoef ».

Pour comparer les réponses à différents aliments au cours d'une session, ΔF pour chaque neurone a été moyenné sur plusieurs essais. Ensuite, le score z a été calculé à partir de cette réponse moyenne.

Pour classer les réponses de Ca2+ comme « excitées » ou « inhibées » pendant la consommation, la valeur de base a d'abord été calculée à partir du signal fluorescent moyen du retour sur investissement de -6 à -4 s de chaque essai. La réponse maximale a été calculée à partir du signal fluorescent moyen ± 1 s autour du pic de chaque essai. Une comparaison statistique (test des rangs signés de Wilcoxon) entre les valeurs initiales et les réponses maximales pour tous les essais a été réalisée. La cellule a été classée comme réponse excitatrice si p < 0,05 et avait un pic de réponse positif. La cellule a été classée comme réponse inhibitrice si p < 0,05 et avait un pic de réponse négatif. La cellule a été classée comme aucune réponse si p > 0,05.

Les procédures de préparation de tranches de cerveau aiguës et d'enregistrements de cellules entières avec stimulation optogénétique étaient similaires à celles décrites précédemment (Zhu et al., 2016). Des coupes coronales de 250 à 300 μm contenant le LS ou le TU ont été préparées à l'aide d'un vibratome (VT-1000S, Leica) dans une solution glacée à base de choline contenant (en mM) 110 chlorure de choline, 2,5 KCl, 0,5 CaCl2, 7 MgCl2, 1,3 NaH2PO4, 1,3 Na-ascorbate, 0,6 Na-pyruvate, 25 glucose et 25 NaHCO3, saturés avec 95% O2 et 5% CO2. Les tranches ont été incubées dans du liquide céphalo-rachidien artificiel oxygéné à 32 °C (en mM : 125 NaCl, 2,5 KCl, 2 CaCl2, 1,3 MgCl2, 1,3 NaH2PO4, 1,3 Na-ascorbate, 0,6 Na-pyruvate, 25 glucose et 25 NaHCO3) pendant au moins 1 h avant l'enregistrement. Les tranches ont été transférées dans une chambre d'enregistrement et superfusées avec 2 ml min-1 de liquide céphalo-rachidien artificiel. Des pipettes patch (2–5 MΩ) extraites de verre borosilicaté (PG10150-4, World Precision Instruments) ont été remplies d'une solution interne à faible teneur en Cl– à base de Cs contenant (en mM) 135 CsMeSO3, 10 HEPES, 1 EGTA, 3,3 QX- 314, 4 Mg-ATP, 0,3 Na-GTP, 8 Na2-phosphocréatine, 290 mOsm kg-1, ajusté à pH 7,3 avec CsOH. L'enregistrement de voltage-clamp de cellules entières a été effectué à température ambiante avec un amplificateur Multiclamp 700B et un Digidata 1440 A (Molecular Devices). Les données ont été échantillonnées à 10 kHz et analysées avec Clampfit (Molecular Devices) ou MATLAB (MathWorks). Une diode électroluminescente bleue (470 nm, Thorlabs) contrôlée par des commandes numériques du Digidata 1440 A a été utilisée pour fournir une photostimulation. Pour enregistrer les IPSC évoqués par la lumière, une impulsion de lumière bleue (473 nm, 1 ms, 0,5 ~ 2 mW) a été délivrée via une fibre optique pour éclairer tout le champ de vision. Les IPSC ont été enregistrés à un potentiel de maintien de 0 mV en présence de CNQX (10 μM). Pour bloquer les IPSC, la picrotoxine a été ajoutée dans la chambre d'enregistrement via un système de perfusion et incubée pendant au moins 5 min.

Pour l'expérience d'immunocoloration c-fos, les souris ont été sacrifiées 90 min après le début de l'alimentation. Pour l'expérience d'hybridation in situ c-fos RNAScope, les souris ont été sacrifiées 30 min après le début de l'alimentation. Pour la vérification de l'expérience d'activation chimiogénétique, des CNO (2 mg/kg de poids corporel dans une solution saline, IP) ont été administrés 0,5 h avant de sacrifier l'animal. Les souris ont été euthanasiées avec une surdose de pentobarbital sodique et perfusées par voie transcardiaque avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS, pH 7,4) suivie de 4 % de paraformaldéhyde (PFA) dans du PBS. Les cerveaux ont été post-fixés pendant 16 à 24 heures dans du PFA à 4% dans du PBS et déshydratés pendant 24 à 48 heures dans du saccharose à 30% jusqu'à ce qu'ils coulent au fond. Le tissu a été inclus dans le composé Tissue-Tek OCT (Sakura) sur de la neige carbonique avant la coupe. Les cerveaux ont été découpés en sections de 40 μm avec un cryostat (Leica). Les cryosections flottantes ont été recueillies dans du PBS. Les coupes de cerveau ont d'abord été lavées dans du PBS (3 × 10 min), puis bloquées à température ambiante avec 10 % de sérum de chèvre normal (GS)/0,3 % de Triton X-100 (PBST) puis incubées avec un anticorps primaire (Rabbit Anti-c- fos, signalisation cellulaire) pendant une nuit à 4 °C. Les coupes de cerveau ont été lavées dans du PBST (3 × 10 min), suivies d'une incubation de 2 h avec un anticorps secondaire conjugué à un fluorophore (1: 1000 dans 5% GS PBST, Invitrogen) et enfin contre-colorées avec du DAPI (1: 3 000).

Pour l'hybridation d'ARN in situ, le cerveau de souris a été coupé en sections de 18 μm avec un cryostat (Leica) et monté sur des lames de microscope SuperFrost Plus. Les sondes ciblant c-fos (Advanced Cell Diagnostics, # 316921-C3), Nts (Advanced Cell Diagnostics, # 420441), Penk (Advanced Cell Diagnostics, # 318761), Crhr2 (Advanced Cell Diagnostics, # 413201), vGAT (Advanced Cell Diagnostics, # 413201) Cell Diagnostics, # 319191-C3) et vGluT2 (Advanced Cell Diagnostics, # 319171-C3) ont été conçus et validés par Advanced Cell Diagnostics. Le test RNAscope v2 (Advanced Cell Diagnostics, #323100) a été utilisé pour toutes les expériences FISH selon le protocole du fabricant (réf. : Wang et al., 2002). En bref, des coupes de cerveau ont été séchées à 39 ° C pendant 2 heures, rincées dans du PBS 1x, traitées avec du peroxyde d'hydrogène à 3% dans du méthone, un tampon TR pendant 15 min, traitées avec la protéase RNAScope III pendant 15 min à 40 ° C. Les coupes de cerveau ont été incubées avec des sondes d'ARNm pendant 2 heures à 40°C. Les signaux spécifiques ont ensuite été amplifiés avec un tampon d'implication multiplexé et détectés avec le kit TSA Plus Flucerence (Advanced Cell Diagnostics, # 322809).

Les images ont été obtenues à l'aide d'un microscope à lame virtuelle Olympus (VS120-S6-W) et analysées par un individu aveugle à l'identité des groupes expérimentaux. Le comptage des cellules a été effectué avec un logiciel MATLAB écrit sur mesure, comme décrit ci-dessous.

Pour compter le nombre de cellules c-fos+, Nts+, Penk+, Crhr2+ et CTB+, nous avons prélevé des coupes coronales de 40 μm de régions cérébrales cibles pour chaque souris. Les images ont été acquises avec un scanner de diapositives (Olympus Virtual Slide Microscope, VS120-S6-W), puis le comptage des cellules a été effectué avec un logiciel MATLAB personnalisé.

Les analyses statistiques ont été effectuées à l'aide de GraphPad Prism (GraphPad Software V8) ou de Matlab (2017a, Mathworks). Aucune statistique n'a été utilisée pour prédéterminer la taille de l'échantillon.

Nous avons utilisé un protocole d'alimentation en aliments au goût limité, qui a induit une consommation robuste d'aliments au goût sans jeûne. Ce protocole d'alimentation consistait en un accès intermittent quotidien à des aliments riches en saccharose pendant 2 heures, tandis que des aliments de laboratoire standard étaient toujours fournis [15, 17]. Les souris ont développé un apport alimentaire stable au cours de cette période de 2 h, tandis que les souris témoins ayant un accès ad libitum à la nourriture standard ont peu mangé pendant cette période (Fig. 1A et Fig. S1A, B). L'apport alimentaire était principalement limité aux aliments appétissants (Fig. S1C), ce qui suggère que l'alimentation était principalement motivée par l'appétence de la nourriture, une caractéristique de l'alimentation hédonique.

A Le LS a été activé lors de la prise d'aliments riches en saccharose sans déficit énergétique. Panneau de gauche : Apport alimentaire mesuré en 2 h pour les souris témoins (accès ad libitum à la chow standard, n = 10) et les souris hédoniques (accès intermittent à des aliments riches en saccharose et accès ad libitum à la chow standard, n = 10). Test U de Mann–Whitney. ****P < 0,0001. Panneau du milieu : nombre de neurones c-fos+ dans le LS des souris témoins (n = 10) et des souris nourrissantes hédoniques (n = 10). Test U de Mann–Whitney. ****P < 0,0001. Panneau de droite : images représentatives de l'immunomarquage c-fos dans le LS de souris témoins et hédoniques. Barre d'échelle : 100 μm. B Le LS a montré une activation préférentielle lorsque les souris consommaient des aliments riches en saccharose (HSF) par rapport à la nourriture standard après le jeûne. Panneau de gauche : Apport alimentaire mesuré en 2 h pour une nourriture standard (n = 8) ou un aliment riche en saccharose (n = 8) après un jeûne nocturne. Test U de Mann–Whitney. ****P < 0,0001. Panneau du milieu : nombre de neurones c-fos+ dans le LS des groupes à jeun, à jeun + chow et à jeun + HSF. ANOVA unidirectionnelle (F(2, 21) = 6,558, P < 0,01) suivie du test post hoc de Tukey. ns, pas de différence significative, *P < 0,05 et **P < 0,01. Panneau de droite : images représentatives de l'immunomarquage c-fos dans le LS des groupes à jeun, à jeun + chow et à jeun + HSF. Barre d'échelle : 100 μm. C Images représentatives d'expériences de double hybridation in situ pour c-fos (vert) et Nts (rouge). Barre d'échelle : 100 μm. D Images représentatives d'expériences de double hybridation in situ pour c-fos (vert) et Penk (rouge). Barre d'échelle : 100 μm. E Images représentatives d'expériences de double hybridation in situ pour c-fos (vert) et Crhr2 (rouge). Barre d'échelle : 100 μm. F Pourcentages de cellules Penk+, Crhr2+ et Nts+ parmi la population c-fos+ : Penk+/c-fos+ = 19,7 ± 2,5 %, Crhr2+/c-fos+ = 13,5 ± 1,3 % et Nts+/c-fos+ = 57,6 ± 2,5 %. ANOVA unidirectionnelle (F(2,14) = 43,71, P < 0,01) suivie du test post hoc de Tukey. ***P < 0,001 et ****P < 0,0001. Signifie ± sem G Images représentatives d'expériences de double hybridation in situ pour Nts (rouge) et vGAT (vert). Barre d'échelle : 100 μm. H Pourcentage de cellules Nts+ dans la population vGAT+ et pourcentage de cellules vGAT+ dans la population Nts+ : (Nts+ & vGAT+)/vGAT+ = 21,3 ± 3,8 %, (Nts+ & vGAT+)/Nts+ = 100 %, et (Nts+ & vGluT2+)/ Nts+ = 1,38 ± 0,5 %.

Nous avons effectué une immunocoloration pour c-fos, un marqueur de l'activité neuronale récente, afin d'examiner les neurones hédoniques activés par l'alimentation dans tout le cerveau. Plusieurs régions cérébrales ont été activées par l'alimentation hédonique, y compris le noyau paraventriculaire du thalamus (PVT), LS, le cortex cingulaire (Cg), SUM, l'insula, l'hippocampe (Hipp), le gris périaqueducal (PAG), l'aire tegmentale ventrale (VTA), noyau géniculé latéral ventral (VLGMC), TU et zona incerta (ZI) (Fig. S1D et Fig. 1A). Les noyaux hypothalamiques, y compris le noyau paraventriculaire de l'hypothalamus (PVN) et la zone hypothalamique latérale (LHA), ont montré une expression accrue de c-fos, conformément à leur rôle dans la régulation de l'alimentation (Fig. S1D). Parmi eux, le PVT et le LS ont montré l'expression de c-fos la plus élevée (Fig. S1D).

Les neurones impliqués dans l'alimentation hédonique devraient être plus actifs lorsque les animaux consomment des aliments au goût agréable. Nous avons ensuite comparé les niveaux d'expression de c-fos dans le PVT et le LS de souris consommant des aliments agréables au goût par rapport à une alimentation régulière après une nuit de jeûne. Le PVT a montré des niveaux similaires d'expression de c-fos lorsque les souris ont consommé des aliments riches en saccharose et de la nourriture régulière, tandis que le LS a montré une activation préférentielle après que les souris aient consommé des aliments au goût agréable (Fig. 1B et Fig. S1E, F). Ainsi, le LS pourrait jouer un rôle unique dans la régulation de l'alimentation hédonique.

Le LS contient diverses populations neuronales définies par des marqueurs moléculaires distincts. Pour déterminer l'identité moléculaire des neurones LS activés par l'alimentation hédonique, nous avons effectué une hybridation in situ en double fluorescence (dFISH) RNAScope pour les ARNm codant c-fos et les marqueurs neuronaux LS neurotensine (Nts), proenképhaline (Penk) et corticotropine- facteur de libération (Crhr2). RNAScope a révélé que 57, 6% ± 2, 5% des neurones LS activés par l'alimentation hédonique étaient positifs pour Nts, alors que seulement 19, 7% ± 2, 5% étaient positifs pour Penk et 13, 5% ± 1, 3% étaient positifs pour Crhr2 (Fig. 1C – F). Les cellules c-fos + activées par l'alimentation hédonique ont été distribuées du LS rostral au caudal, ce qui est similaire au schéma d'expression de Nts (Fig. S1G, H). Nous avons également réalisé dFISH avec des sondes pour la neurotensine et le transporteur vésiculaire GABA (vGAT), un marqueur des neurones GABAergiques, ou le transporteur vésiculaire du glutamate 2 (vGluT2), un marqueur des neurones glutamatergiques dans la zone septale. Environ tous les neurones Nts-positifs étaient également vGAT-positifs, tandis que les neurones Nts-positifs constituaient environ 21% des neurones GABAergiques dans le LS (Fig. 1G, H).

Nous avons utilisé une stratégie d'expression médiée par le virus adéno-associé (AAV) dépendant de Cre pour manipuler spécifiquement l'activité des neurones LSNts et étudier la fonction des neurones LSNts dans l'alimentation hédonique. En injectant des AAV portant l'EGFP à double flox (AAV-DIO-EGFP) dans le LS de souris Nts-ires-Cre [18], nous avons confirmé que l'expression était limitée aux neurones Nts-positifs dans le LS (Fig. S2A, B ). Nous avons ensuite utilisé la neurotoxine tétanique (TeNT), une protéase qui bloque la libération des neurotransmetteurs en clivant la synaptobrévine-2, qui est largement utilisée comme outil moléculaire pour le silençage synaptique [19]. Pour vérifier l'efficacité du silençage synaptique induit par TeNT, nous avons injecté des AAV dépendants de Cre exprimant la channelrhodopsine-2 (ChR2) avec une protéine fluorescente verte améliorée (EGFP) comme contrôle ou neurotoxine tétanique (TeNT) pour le silençage synaptique dans le LS de Souris Nts-ires-Cre (Fig. 2B). Dans des tranches de LS préparées à partir de souris témoins exprimant l'EGFP, la stimulation lumineuse des neurones LSNts exprimant ChR2 a évoqué des courants post-synaptiques inhibiteurs sensibles à la picrotoxine (IPSC) robustes dans tous les neurones LS négatifs pour ChR2 voisins (7/7) (Fig. 2C, D) . L'expression de TeNT a presque complètement bloqué la transmission synaptique des neurones LSNts (Fig. 2C, D). De manière frappante, le silence des sorties synaptiques des neurones LSNts a fortement favorisé la consommation d'aliments agréables au goût riche en saccharose et en graisses, mais pas de nourriture standard dans des conditions ad libitum (Fig. 2E, panneau supérieur). Cet effet orexigène a été observé pendant les périodes d'alimentation de 2 et 24 h (Fig. 2E et Fig. S3A – C). Cependant, chez les souris à jeun, lorsque les besoins homéostatiques sont devenus le principal moteur de l'alimentation, l'expression de TeNT n'a eu aucun effet sur l'apport alimentaire, quel que soit le type d'aliment (Fig. 2E, panneau inférieur). Nous avons également examiné l'effet de l'expression de TeNT sur la consommation d'aliments liquides lors de l'administration gratuite d'un petit volume fixe (10 μl) d'une solution de saccharose au goût agréable ou d'Ensure à l'aide d'un bec à lécher motorisé équipé d'un lickomètre (Fig. S1I– K). L'expression de TeNT a également favorisé de manière significative la consommation d'aliments liquides agréables au goût, à la fois une solution de saccharose et Ensure, mais pas d'eau (Fig. 2F). Nous avons également utilisé une approche optogénétique, qui avait une précision temporelle supérieure, pour faire taire les neurones LSNts. Conformément au silençage synaptique médié par TeNT, le silençage optogénétique des neurones LSNts a considérablement augmenté l'apport d'Ensure au goût agréable, qui s'est produit immédiatement après l'allumage (Fig. S3G – K). Ensemble, ces résultats révèlent un rôle important pour les neurones LSNts dans la régulation de l'alimentation hédonique.

A Panneau de gauche : Schéma montrant l'injection d'AAV-DIO-TeNT dans le LS pour le silençage synaptique des neurones LSNts. Panneau de droite : image représentative du site d'injection et de l'expression virale dans le LS de souris Nts-ires-Cre. Barre d'échelle : 500 μm. B Image représentative montrant l'expression de ChR2 (rouge) et TeNT (vert) dans les neurones LSNts. Barre d'échelle : 500 μm (panneau supérieur), 20 μm (panneau inférieur). C Schéma montrant l'expérience utilisée pour enregistrer les courants post-synaptiques dans les tranches LS induites par la stimulation optogénétique des neurones LSNts. Dans la tranche dans laquelle ChR2 a été coexprimé avec EYFP, la stimulation par la lumière bleue a évoqué des IPSC robustes (trace grise), qui ont été bloqués par la picrotoxine (trace rouge). Dans la tranche dans laquelle ChR2 était coexprimée avec TeNT, la stimulation par la lumière bleue n'a pas réussi à évoquer les IPSC (trace verte). D Statistiques des amplitudes des IPSC évoquées par la lumière chez les souris exprimant TeNT (n = 6 cellules) et exprimant EYFP (n = 7 cellules). ANOVA bidirectionnelle (F(1,11) = 53,46, P < 0,0001) suivie du test post hoc de Sidak. ***P < 0,0001. Moyenne ± sem E Quantification de l'apport alimentaire solide de 2 h chez les souris EYFP- (barre grise, n = 6) et exprimant TeNT (barre verte, n = 8). Panneau supérieur : l'expression de TeNT a augmenté la consommation d'aliments riches en saccharose et en matières grasses, mais pas la nourriture standard dans des conditions ad libitum. Panneau inférieur : l'expression de TeNT n'a eu aucun effet sur la prise alimentaire dans des conditions de jeûne. Test U de Mann–Whitney. ***P < 0,001. Moyenne ± sem F Quantification de l'apport alimentaire liquide sur 2 h par EYFP- (barre grise, n = 6) et souris exprimant TeNT (barre verte, n = 8). L'expression de TeNT a augmenté la consommation d'aliments liquides agréables au goût, mais pas d'eau. Comportement de léchage représentatif (panneau de gauche), léchage cumulatif (panneau du milieu) et consommation totale (panneau de droite) d'eau (panneau supérieur), solution de saccharose (panneau du milieu) et Assurer (panneau inférieur) dans EYFP- (gris, n = 6) et souris exprimant TeNT (vert, n = 8). Test U de Mann–Whitney. **P < 0,01 et ****P < 0,0001. Moyenne ± sem G Quantification des changements dans le poids corporel des souris EYFP- (barre grise, n = 7) et exprimant TeNT (barre verte, n = 7). Panneau de gauche : images représentatives montrant les souris exprimant EYFP et TeNT après 6 semaines d'alimentation avec un régime riche en graisses. Panneau de droite : l'expression de TeNT a favorisé l'augmentation du poids corporel des souris nourries avec le régime riche en graisses, mais pas avec la nourriture standard. Test U de Mann–Whitney. ns, pas de différence significative, *P < 0,01 et ***P < 0,001. Moyenne ± sem

L'effet robuste du silence des LSNt sur l'apport alimentaire agréable au goût suggère que l'équilibre énergétique pourrait être perturbé ; nous avons ensuite examiné l'activité locomotrice et la dépense énergétique. L'inhibition neuronale à médiation optogénétique ou le silençage synaptique à médiation par TeNT des LSNt n'a eu aucun effet sur l'activité locomotrice générale des souris dans le test en champ ouvert (Figs. S2G et 3D). L'expression de TeNT n'a pas modifié la dépense énergétique des souris dans des cages métaboliques (Fig. S3E, F). Conformément à ces résultats, l'expression de TeNT a augmenté de manière significative le poids corporel des souris qui ont été nourries avec un régime riche en graisses pendant 3 semaines (Fig. 2G). Cependant, cette augmentation du poids corporel n'a pas été observée chez les souris nourries avec de la nourriture régulière (Fig. 2G). Ces résultats confirment le rôle critique des neurones LSNts dans la régulation de l'alimentation hédonique et du poids corporel.

Nous avons ensuite examiné les effets de l'activation des neurones LSNts sur la prise alimentaire. Nous avons injecté des AAV dépendants de Cre exprimant les récepteurs concepteurs excitateurs exclusivement activés par des médicaments de conception (DREADD) hM3D [20] ou mCherry dans le LS de souris Nts-ires-Cre (Fig. 3A). Trois semaines plus tard, une injection intrapéritonéale (IP) de N-oxyde de clozapine (CNO, 2 mg / kg), mais pas de solution saline, a entraîné une expression robuste de c-fos dans les neurones LS exprimant hM3D (Fig. 3B). Dans des conditions ad libitum, l'activation chimiogénétique des neurones LSNts a fortement diminué l'apport alimentaire, quel que soit le type d'aliment (Fig. 3C, panneau supérieur). Cependant, à jeun, l'activation des neurones LSNts ne diminuait que la consommation d'aliments agréables au goût riche en graisses et en saccharose, mais pas de nourriture standard (Fig. 3C, panneau inférieur). L'activation des neurones LSNts a également supprimé la consommation d'aliments liquides au goût agréable, à la fois la solution de saccharose et Ensure (Fig. 3D – E). L'activation chimiogénétique des LSNt n'a eu aucun effet sur l'activité locomotrice générale des souris (Fig. S2D). La manipulation de l'activité des neurones LSNts n'a eu aucun effet sur le comportement lié à l'anxiété dans le test en champ ouvert (Figs. S2E et 2H) et n'a eu aucun effet sur la pression artérielle, la température corporelle, la glycémie ou la fréquence cardiaque (Fig. S4), suggérant un rôle spécifique des neurones LSNts dans la régulation de l'alimentation.

A Panneau de gauche : Schéma montrant l'injection d'AAV-DIO-hM3D dans le LS pour l'activation chimiogénétique des neurones LSNts. Panneau de droite : Image représentative du site d'injection et de l'expression virale dans le LS de souris Nts-ires-Cre. Barre d'échelle : 500 μm. B Panneau de gauche : image représentative montrant que l'injection de CNO (2 mg/kg) a induit une expression c-fos robuste des neurones LSNts chez des souris exprimant hM3D. Barre d'échelle : 100 μm. Panneau de droite : Pourcentage de cellules c-fos+ parmi les neurones LSNts des groupes « hM3D + solution saline » (n = 4), « EYFP + CNO » (n = 4) et « hM3D + CNO » (n = 4). ANOVA unidirectionnelle (F(2,9) = 684,5, P < 0,001) suivie du test post hoc de Dunnett. ****P < 0,0001. C Quantification de l'apport alimentaire solide de 2 h après l'injection de solution saline (barre grise) et de CNO (barre rouge) chez des souris exprimant mCherry et hM3D. Panneau supérieur : l'injection de CNO a réduit l'apport alimentaire dans des conditions ad libitum chez les souris exprimant hM3D (n = 6) mais pas les souris exprimant mCherry (n = 5). ANOVA à deux facteurs (alimentation standard, F(1,18) = 8,202, P < 0,05 ; aliments riches en saccharose, F(1,18) = 9,941, P < 0,01 ; aliments riches en graisses, F(1,18) = 19,27, P < 0,001) suivi du test post hoc de Sidak. **P < 0,01, ***P < 0,001 et ****P < 0,0001. Panneau inférieur : l'injection de CNO a réduit la consommation d'aliments riches en saccharose et en matières grasses dans des conditions de jeûne chez des souris exprimant hM3D (n = 6) mais pas des souris exprimant mCherry (n = 5). ANOVA à deux facteurs (alimentation standard, F(1,18) = 0,9784, P > 0,05 ; aliments riches en saccharose, F(1,18) = 5,234, P < 0,05 ; aliments riches en graisses, F(1,18) = 6,420, P < 0,05) suivi du test post hoc de Sidak, ***P < 0,001, signifie ± sem D L'injection de CNO a réduit l'apport total de solution de saccharose (panneau supérieur) et Ensure (panneau inférieur) en exprimant hM3D (n = 7) mais pas les souris exprimant mCherry (n = 5). Solution de saccharose : ANOVA bidirectionnelle (F(1,20) = 7,96, P < 0,05) suivie du test post hoc de Sidak. ***P < 0,001. Assurez-vous : ANOVA bidirectionnelle (F(1,20) = 15,70, P < 0,001) suivie du test post hoc de Tukey. ****P < 0,0001. Moyenne ± sem

Nos résultats ont montré que le silence des neurones LSNts favorisait spécifiquement l'alimentation hédonique, tandis que l'activation des neurones LSNts supprimait l'alimentation globale. Nous nous sommes demandé si différents signaux provenant des neurones LSNts pouvaient réguler différemment l'alimentation spécifique hédonique et globale. Au niveau de l'activité physiologique basale, le GABA a été libéré et a agi sur les neurones postsynaptiques, car nous avons enregistré des IPSC sensibles à la picrotoxine dans les neurones postsynaptiques locaux après une brève stimulation optogénétique (1 ms) des LSNt (Fig. 2C). Lors d'une forte activation chimiogénétique, le peptide de la neurotensine a été détecté dans les régions en aval après une injection de CNO (Patterson CM et al., 2015). Nous avons donc émis l'hypothèse que la libération de GABA au niveau de l'activité basale supprime l'alimentation hédonique, tandis que la neurotensine était davantage recrutée lors d'une forte activation des LSNt pour supprimer l'alimentation globale.

Pour examiner cette hypothèse, nous avons utilisé l'édition du génome médiée par CRISPR/Cas9 [21] pour réduire la libération de GABA ou de neurotensine dans les neurones LSNts. Nous avons conçu un ARN guide unique (sgRNA) ciblant le transporteur vésiculaire du GABA (vGAT), responsable de l'emballage du GABA dans les vésicules synaptiques et indispensable à la transmission synaptique GABAergique [22], afin de réduire la libération de GABA. Après avoir croisé des souris Nts-ires-Cre avec des souris knock-in Cas9 inductibles par Cre [21], nous avons injecté un AAV portant à la fois le ciblage vGAT (sgRNA) et hM3D-mCherry inductible par Cre dans le LS pour exprimer hM3D dans vGAT-knockdown cellules (Fig. 4A). Pour vérifier l'efficacité de l'inactivation de vGAT, nous avons également injecté AAV-DIO-ChR2 dans le LS d'animaux inactivés de vGAT et enregistré des IPSC à partir de neurones post-synaptiques. Une brève stimulation par la lumière bleue (1 ms) a évoqué des IPSC robustes dans tous les neurones enregistrés (8/8) d'animaux témoins LacZ sgRNA (Fig. 4B – D, ligne grise). Cependant, la même stimulation lumineuse n'a pas réussi à évoquer les IPSC dans tous les neurones enregistrés (0/8) des animaux vGAT knockdown (Fig. 4C, D, ligne rouge). Ces résultats ont démontré la grande efficacité de notre stratégie CRISPR/Cas9 pour perturber la signalisation GABA.

Un schéma montrant la conception expérimentale de l'inactivation médiée par CRISPR/Cas9 de vGAT et Nts. L'AAV codant pour le vGAT-ciblant, le Nts-ciblant ou le contrôle LacZ-ciblant le sgRNA et le hM3D inductible par Cre a été injecté à des souris Nts-ires-Cre croisées avec un knock Cas9 inductible par Cre chez des souris. B Schéma montrant la conception expérimentale pour la vérification du knockdown du vGAT. Chez les souris témoins LacZ ou vGAT knockdown, ChR2 a été exprimé dans les neurones LSNts, et des enregistrements de patch-clamp de cellules entières ont été effectués sur les neurones Nts négatifs voisins. C Traces représentatives d'IPSC évoquées par la lumière pour les souris lacZ control (gris) et vGAT knockdown (rouge) à différentes puissances lumineuses (de gauche à droite : 0,5 mW, 1,0 mW, 1,5 mW, 2,0 mW). D Statistiques des amplitudes des IPSC évoquées par la lumière chez les souris témoins LacZ (gris, n = 8 cellules) et vGAT knockdown (rouge, n = 8 cellules). ANOVA bidirectionnelle (F(1,14) = 50,87, P < 0,0001) suivie du test post hoc de Sidak. **P < 0,01 et ***P < 0,0001, signifie ± sem E Apport alimentaire de base (panneau de gauche : alimentation standard, panneau de droite : aliment riche en saccharose) par le contrôle LacZ (jaune, n = 11), vGAT knockdown (rouge , n = 9) et Nts knockdown (bleu, n = 13) souris. ANOVA à une voie (alimentation standard, F(2,230) = 1,716, P > 0,05 ; nourriture agréable au goût, F(2,30) = 6,563, P <0,01) suivie du test post hoc de Tukey. ns, pas de différence significative et *P < 0,05. Moyennes ± sem F Effets de l'activation chimiogénétique des neurones LSNts sur l'apport alimentaire (panneau de gauche : nourriture standard, panneau de droite : aliments au goût agréable) par le contrôle LacZ (n = 11), le knockdown vGAT (n = 9) et le knockdown Nts (n = 13 ) souris. ANOVA à deux facteurs (alimentation standard, F(2,60) = 4,661, P < 0,05 ; aliments au goût agréable, F(2,60) = 5,583, P < 0,01) suivi du test post hoc de Sidak. ns, pas de différence significative, *P < 0,05, ***P < 0,001 et ****P < 0,0001, signifie ± sem G Images représentatives montrant que l'injection de CNO (2 mg/kg) a induit une expression robuste de c-fos dans les neurones LSNts chez les souris contrôle LacZ, vGAT knockdown et Nts knockdown. Barre d'échelle : 100 μm. H Analyse statistique du ratio de cellules c-fos + après injection de solution saline et de CNO chez les souris contrôle LacZ (n = 3), vGAT knockdown (n = 3) et Nts knockdown (n = 3). ANOVA unidirectionnelle (F(5,12) = 854,6, P < 0,0001) suivie du test post hoc de Tukey. ****P < 0,0001. Moyenne ± sem

L'inactivation de vGAT dans les neurones LSNts n'a eu aucun effet sur la consommation de nourriture standard, mais a augmenté de manière significative la consommation d'aliments savoureux à haute teneur en saccharose (Fig. 4E), ce qui suggère que le GABA supprime spécifiquement l'alimentation hédonique dans des conditions basales. En utilisant une approche similaire, nous avons conçu un sgRNA ciblant Nts pour abattre le peptide neurotensine. L'inactivation de la neurotensine n'a eu aucun effet sur l'apport alimentaire, quel que soit le type d'aliment (Fig. 4E). Ces résultats suggèrent que dans des conditions physiologiques basales, le GABA, mais pas la signalisation de la neurotensine, médie l'effet suppresseur des neurones LSNts sur l'alimentation hédonique.

Ensuite, nous avons examiné l'effet du vGAT ou de l'inactivation de la neurotensine sur l'activation chimiogénétique des neurones LSNts. L'activation chimiogénétique des LSNts par une injection de CNO a induit une expression robuste de c-fos dans les trois groupes de souris (Fig. 4G, H). Chez les souris témoins LacZ, l'activation chimiogénétique des neurones LSNts a supprimé l'apport alimentaire, quel que soit le type d'aliment (Fig. 4F), conformément à notre résultat précédent. Chez les souris vGAT knockdown, l'administration de CNO a également supprimé de manière significative l'apport alimentaire (Fig. 4F), ce qui suggère que la transmission GABAergique n'est pas nécessaire lorsque les neurones LSNts étaient fortement activés. Chez les souris Nts knockdown, l'injection de CNO supprimait toujours la consommation d'aliments agréables au goût, mais n'a pas réussi à supprimer la consommation de nourriture, indiquant en outre un rôle spécifique de la signalisation GABA dans la suppression de l'alimentation hédonique. (Fig. 4F).

Prises ensemble, ces expériences d'inactivation CRISPR/Cas9 indiquent que la signalisation du GABA et de la neurotensine des neurones LSNts régulent l'alimentation, mais elles agissent à différents niveaux d'activité. Le GABA libéré par les neurones LSNts fournit une inhibition tonique pour supprimer l'alimentation hédonique au niveau basal, tandis que la neurotensine est davantage recrutée lors d'une forte activation pour supprimer l'alimentation globale.

Nous avons utilisé la photométrie des fibres [23] pour évaluer la dynamique de l'activité neuronale des LSNts dans le comportement alimentaire et l'implication de ces neurones dans l'alimentation hédonique. Nous avons transduit des neurones LSNts avec un AAV dépendant de Cre exprimant un indicateur Ca2+ génétiquement codé (GCaMP6s) [24] et implanté des fibres optiques dans le LS de souris Nts-ires-Cre. À l'aide de la photométrie des fibres, nous avons enregistré les signaux Ca2+ de la population provenant des neurones LSNts lors de la recherche et de la consommation de nourriture. Nous avons d'abord examiné l'activité des neurones LSNts lors de l'administration conditionnée par un signal d'un petit volume fixe d'Ensure au goût agréable (Fig. S5A). Les neurones LSNts ont montré une dynamique Ca2 + robuste pendant l'alimentation (Fig. S5B). Cependant, l'activité n'a pas été modulée par des signaux auditifs prédictifs alimentaires ou par l'apport de nourriture lorsque le signal Ca2 + était aligné sur le début du signal (Fig. S5C). En revanche, lorsque le signal Ca2 + était aligné sur le premier coup de langue après le signal, nous avons observé une augmentation de l'activité des LSNts avant le premier coup de langue lorsque l'animal s'est approché du bec verseur. Cette activité accrue a été suivie d'une diminution plus robuste de l'activité lorsque les animaux ont commencé à consommer la nourriture (Fig. S5D).

Nous avons également enregistré des signaux de Ca2+ au cours d'un protocole d'alimentation à accès libre et à rythme libre [25] dans lequel les signaux auditifs étaient absents et les becs de nourriture étaient toujours disponibles. Conformément à l'alimentation conditionnée par les signaux, nous avons observé une dynamique biphasique du Ca2 + neuronal LSNts qui présentait une réponse excitatrice pendant la phase d'approche alimentaire et une réponse inhibitrice pendant la phase de consommation alimentaire (Fig. 5A, panneau de gauche). La réponse excitatrice pendant la phase d'approche n'a été observée que lorsque l'animal a été nourri avec Ensure au goût agréable, mais pas avec de la nourriture ordinaire ou diluée (Fig. S6A – C), ce qui suggère que cette activité n'a pas été causée par la course ou d'autres artefacts moteurs. Cependant, la réponse inhibitrice observée pendant la phase de consommation était similaire dans différents types d'aliments (Figs. S6A – C et 6E, F). Les réponses excitatrices et inhibitrices ont diminué lorsque la nourriture a été remplacée par de l'eau (Fig. S6D).

A Panneau de gauche : activité Ca2+ de la population des neurones LSNts pendant l'alimentation libre d'Ensure. Panneau du milieu : activité Ca2+ de la population des neurones LSNts lorsque la nourriture a été omise. Panneau de droite : activité Ca2+ de la population des neurones LSNts lorsque l'animal était fixé sur la tête et nourri avec Ensure. Ligne verticale pointillée : premier coup de langue. B Aire sous la courbe d'activité du Ca2+ pendant la phase d'approche alimentaire (n = 8). ANOVA unidirectionnelle (F(2, 21) = 5,49, P < 0,01) suivie du test post hoc de Tukey. *P < 0,05. Moyenne ± sem C Aire sous la courbe d'activité du Ca2+ pendant la phase de consommation alimentaire (n = 8). ANOVA unidirectionnelle (F(2, 21) = 11,05, P < 0,01) suivie du test post hoc de Tukey. **P < 0,01 et ***P < 0,001. Signifie ± sem D Panneau supérieur : schéma montrant l'injection d'AAV-DIO-ChR2 ou d'AAV-DIO-eNpHR dans le LS pour la manipulation optogénétique des neurones LSNts. Panneau du milieu : image représentative montrant l'expression de ChR2-mCherry dans les neurones LSNts. Panneau inférieur : image représentative montrant l'expression de eNpHR-EYFP. E L'effet de l'activation optogénétique (bleu, n = 4) ou de l'inhibition (jaune, n = 6) des neurones LSNts pendant la phase d'approche alimentaire sur la recherche et la consommation de nourriture. Test de rang signé de Wilcoxon. *P < 0,05. F L'effet de l'activation optogénétique (bleu, n = 4) ou de l'inhibition (jaune, n = 6) des neurones LSNts pendant la phase de consommation alimentaire sur la recherche de nourriture et la consommation alimentaire. Test de rang signé de Wilcoxon. *P < 0,05 et **P < 0,01.

Sur la base de ces observations, nous avons émis l'hypothèse que les réponses excitatrices des neurones LSNts pendant la phase d'approche pourraient représenter la motivation pour obtenir de la nourriture agréable au goût et étaient donc importantes pour conduire les comportements de recherche de nourriture et d'approche, tandis que les réponses inhibitrices pendant la phase de consommation pourraient être critiques pour comportement global de consommation. Nous avons omis l'apport de nourriture dans certains essais pour tester cette hypothèse et avons constaté que les réponses inhibitrices après le premier coup de langue disparaissaient, tandis que les réponses excitatrices pendant la phase d'approche étaient préservées (Fig. 5A, panneau du milieu). Nous avons également examiné l'activité des LSNts dans une procédure d'alimentation avec la tête fixe et le corps retenu dans laquelle la possibilité de rechercher de la nourriture a été supprimée ; nous avons constaté que les réponses excitatrices avant le premier coup de langue disparaissaient, mais que les réponses inhibitrices pendant la consommation étaient préservées (Fig. 5A, panneau de droite).

Les réponses biphasiques prédisent que l'activation des neurones LSNts pendant la phase d'approche faciliterait la recherche de nourriture, tandis que l'inhibition des neurones LSNts pendant la phase de consommation est nécessaire pour la consommation alimentaire. Notre précédente inactivation synaptique TeNT et l'activation chimiogénétique ne faisaient pas de distinction entre la dynamique neuronale verrouillée par l'approche et la consommation verrouillée que nous avons mesurée in vivo. Profitant de la résolution temporelle en millisecondes fournie par la méthode optogénétique, nous avons spécifiquement manipulé l'activité des neurones LSNts pendant la phase d'approche par rapport à la phase de consommation et examiné ses effets sur la recherche et la consommation de nourriture.

Nous avons ensuite exprimé l'opsine excitatrice ChR2 [26] dans les neurones LSNts pour une activation optogénétique et avons examiné l'effet d'une activation optogénétique temporellement précise au cours de différentes phases d'alimentation (Fig. 5D). La stimulation lumineuse pendant la phase d'approche alimentaire raccourcissait considérablement la latence et augmentait la vitesse vers la zone alimentaire (Fig. 5E), suggérant que l'activation des neurones LSNts pendant la phase d'approche facilitait le comportement de recherche de nourriture. Cependant, cette manipulation optogénétique n'a eu aucun effet sur la consommation alimentaire (Fig. 5E). En revanche, l'activation optogénétique des neurones LSNts pendant la phase de consommation a profondément supprimé la consommation alimentaire, tout en ne modifiant pas les temps d'entrée dans la zone alimentaire mais en diminuant le temps passé dans la zone alimentaire (Fig. 5F). Nous avons ensuite exprimé l'opsine inhibitrice eNpHR [27] dans les neurones LSNts pour obtenir un silençage optogénétique temporellement précis (Fig. 5D). De manière constante, l'inhibition optogénétique des neurones LSNts pendant la phase d'approche n'a eu aucun effet sur le comportement de consommation, tandis que l'inhibition optogénétique pendant la phase de consommation a fortement favorisé l'apport alimentaire total (Fig. 5E, F).

Étant donné que la photométrie des fibres enregistre l'activité Ca2+ sommée de plusieurs neurones LSNts, deux scénarios possibles pourraient expliquer les réponses biphasiques des neurones LSNts pendant l'alimentation. Tout d'abord, des sous-populations distinctes de neurones LSNts ont été activées ou inhibées. Deuxièmement, une seule population de neurones LSNts a d'abord été activée lors de l'approche alimentaire, puis inhibée lors de la consommation alimentaire. Pour distinguer ces deux possibilités, nous avons effectué une imagerie Ca2 + in vivo de neurones LSNts individuels chez des souris se déplaçant librement à l'aide d'un microscope miniature monté sur la tête et d'une lentille à gradient d'indice (GRIN) implantée [28] (Fig. 6A, B).

Un schéma montrant l'imagerie Ca2 + de neurones LSNts individuels avec un microscope miniature monté sur la tête. B Dynamique du Ca2+ de 10 cellules LSNts représentatives pendant l'alimentation. Barre d'échelle : 1 score z. C Réponses Ca2+ de 290 cellules LSNts alignées sur le premier coup de langue pendant l'alimentation libre d'Ensure. Environ 31 % des cellules ont été activées et 32 ​​% des cellules ont été inhibées. D Le temps jusqu'au pic des cellules activées (n = 88) était plus court que le temps jusqu'au creux des cellules inhibées (n = 86). Test U de Mann–Whitney. ***P < 0,001. E La demi-largeur de réponse des cellules activées (n = 88) était plus courte que celle des cellules inhibées (n = 86). Test U de Mann–Whitney. ***P < 0,001. F. Réponses Ca2+ de 130 cellules LSNts alignées sur le premier coup de langue dans la condition de carence alimentaire. Environ 40 % des cellules ont été activées et 11 % des cellules ont été inhibées. G. Pourcentages de cellules activées, inhibées et non réactives dans des conditions d'alimentation libre (panneau de gauche) et d'omission de nourriture (panneau de droite). H Aire sous la courbe de l'activité Ca2+ pour les cellules activées (panneau de gauche) et inhibées (panneau de droite) pendant l'alimentation libre des essais d'Ensure et d'omission alimentaire. Test U de Mann–Whitney. Ns, pas de différence significative. I. Corrélation entre la demi-largeur de la réponse et la durée du combat pour les neurones inhibés (panneau de gauche) et activés (panneau du milieu). Panneau de droite : le coefficient de corrélation entre la réponse et le comportement des cellules inhibées était supérieur à celui des cellules activées. Test U de Mann–Whitney. ***P < 0,001. J Réponse Ca2+ des cellules activées (panneau de droite) et inhibées (panneau de gauche) lorsqu'elles sont alignées sur le dernier coup de langue pendant l'alimentation libre d'Ensure. K. Réponse Ca2+ des neurones LSNts à la solution de saccharose et Ensure (n = 143 neurones de 4 souris) regroupés par k-means clustering. Ligne pointillée verticale : premier coup de langue. Réponse L Ca2+ des neurones LSNts à l'alimentation Ensure et Regular (n = 124 neurones de 4 souris) regroupés par k-means clustering. Ligne pointillée verticale : premier coup de langue. Réponse M Ca2+ des neurones LSNts à Ensure et à l'eau (n = 161 neurones de 4 souris) regroupés par k-means clustering. Ligne pointillée verticale : premier coup de langue. N Pourcentages de cellules activées, inhibées et non réactives identifiées lors de l'alimentation gratuite d'Ensure, d'une solution de saccharose, d'aliments et d'eau ordinaires.

Nous avons exprimé les GCaMP6 dans les neurones LSNts et imagé l'activité Ca2+ des cellules individuelles à l'aide d'un microscope miniature monté sur la tête pendant l'alimentation libre et à rythme libre d'Ensure au goût agréable. Les neurones LSNts étaient les plus réactifs lorsque les animaux s'approchaient et commençaient à consommer de la nourriture (autour du premier coup de langue); 31 % des neurones étaient significativement activés et 32 % étaient significativement inhibés (Fig. 6C, G). Les neurones activés avaient tendance à répondre plus rapidement ; ils ont atteint leur maximum à 0,3 ± 0,1 s avant le premier coup de langue, tandis que les cellules inhibées ont atteint leur nadir à 3,6 ± 0,3 s après le premier coup de langue (Fig. 6D). Les cellules activées ont également montré une fenêtre de réponse plus étroite, avec une demi-largeur significativement plus petite (3, 7 ± 0, 3 s) que les cellules inhibées (6, 8 ± 0, 4 s) (Fig. 6E et Fig. S6G). Ces différences dans la cinétique temporelle des deux populations neuronales pourraient contribuer à la réponse biphasique que nous avons observée dans notre enregistrement de photométrie de fibre. Pour tester cette possibilité, nous avons normalisé la réponse de chaque cellule et les avons additionnées ; nous avons constaté que la réponse sommée de la population présentait une réponse biphasique (Fig. S7H), qui rappelle la réponse photométrique.

Nous avons examiné le rôle précis des populations neuronales LSNts activées et inhibées dans l'alimentation en effectuant des imageries lors d'essais d'omission alimentaire. Lorsque la nourriture était omise, le pourcentage de neurones LSNts inhibés diminuait à 11 % (Fig. 6F, G), tandis que la proportion de neurones activés restait élevée (40 %), suggérant que les neurones inhibés étaient principalement impliqués dans la phase de consommation de l'alimentation. comportements. L'amplitude de réponse moyenne des neurones activés et inhibés dans des conditions de privation de nourriture était similaire à celle dans des conditions d'alimentation libre (Fig. 6H). Nous avons ensuite examiné si la réponse des neurones inhibés pouvait suivre le comportement de consommation. Nous avons analysé la relation entre la réponse au Ca2+ et le comportement de léchage de consommation dans chaque essai et observé une corrélation significative entre la durée de l'épisode et la durée de réponse de la population neuronale inhibée (Fig. 6I). Le coefficient de corrélation calculé entre la durée du combat et la demi-largeur de la réponse était significativement plus élevé pour la population inhibée (0,69 ± 0,05) que pour la population activée (0,28 ± 0,05) (Fig. 6I), suggérant un rôle de la population LSNts inhibée dans la consommation. comportement. Pour examiner plus en détail si les neurones inhibés peuvent mettre fin à la consommation de nourriture, nous avons aligné les réponses sur le dernier coup de langue et avons constaté que la réponse revenait à la ligne de base immédiatement après le dernier coup de langue (Fig. 6J). Ainsi, les neurones LSNts inhibés contribuent principalement à la consommation de nourriture.

Ensuite, nous avons surveillé l'activité des neurones LSNts lors de l'alimentation d'aliments au goût différent. Les aliments testés comprenaient l'Ensure au goût agréable ou une solution de saccharose, des aliments ordinaires neutres ou de l'eau. Nous avons livré deux aliments différents séquentiellement au cours de la même session et avons utilisé un regroupement k-means non supervisé des réponses à deux aliments différents pour obtenir l'identification précise des réponses des mêmes cellules à différents aliments [25]. Nous avons comparé les réponses de l'alimentation gratuite d'Ensure et d'une solution de saccharose et avons observé des réponses similaires. Ensure et le saccharose ont activé et inhibé une proportion similaire de neurones LSNts (Fig. 6K). Les neurones LSNts activés et inhibés par Ensure et le saccharose appartenaient en grande partie à la même sous-population. Cependant, la proportion de cellules activées était significativement plus faible lors de l'alimentation avec de la nourriture ordinaire (11%) ou de l'eau (9%) (Fig. 6L – N). Ces résultats ont indiqué que les neurones LSNts activés sont plus étroitement corrélés avec la palatabilité de la nourriture.

Pour explorer davantage les mécanismes du circuit de régulation de l'alimentation par les neurones LSNts, nous avons systématiquement cartographié les projections des neurones LSNts à l'aide de SynaptoTag AAV, qui coexprime la protéine fluorescente rouge tdTomato et la protéine fluorescente verte améliorée (EGFP) fusionnée à la synaptophysine, une protéine de la vésicule synaptique [19]. . Nous avons injecté AAV-FLEX-tdTomato-T2A-synaptophysine-EGFP dans le LS de souris Nts-ires-cre (Fig. 7A). Les neurones infectés par SynaptoTag AAV ont été remplis de tdTomato dans leur cytoplasme et leurs fibres axonales et ont localisé la synaptophysine fluorescente verte dans les synapses efférentes. Avec cette stratégie de traçage, nous avons constaté que les neurones LSNts établissaient des connexions synaptiques majeures avec plusieurs régions du cerveau, y compris la zone préoptique latérale et médiale (POA), le noyau tubaire (TU), le noyau hypothalamique antérieur (AHN) et le noyau supramammillaire (SUM) ( Fig. 7B, C). Nous avons exprimé ChR2 dans les neurones LSNts et effectué un enregistrement de cellules entières à partir de neurones TU en tranches pour vérifier les connexions synaptiques fonctionnelles. Une brève stimulation par la lumière bleue des terminaisons axonales des LSNts dans la TU a évoqué des IPSC robustes sensibles à la picrotoxine à partir d'environ 50% des neurones TU enregistrés (Fig. S7C – E), confirmant les connexions synaptiques GABAergiques fonctionnelles entre les LSNts et les neurones TU.

Un schéma montrant la stratégie SynaptoTag AAV pour cartographier les projections des neurones LSNts. B Image représentative du site d'injection et de l'expression virale dans le LS de souris Nts-ires-Cre. C Images représentatives montrant des axones exprimant tdTomato et des terminaux d'axone exprimant GFP dans différentes régions. Barre d'échelle : 200 μm. D Schéma montrant la stratégie virale utilisée pour activer les neurones LSNts se projetant vers une cible spécifique en aval grâce à une approche chimiogénétique. Quantification de la consommation d'aliments standard (E), riches en saccharose (F) et riches en graisses (G) après activation chimiogénétique de chaque projection LSNts. Groupe témoin, n = 7 ; LSNts→groupe POA, n = 6 ; LSNts→groupe AHN, n = 6 ; LSNts→groupe TU, n = 7 ; Groupe LSNts→SUM, n = 8. ANOVA à deux voies (chow standard, F(4,68) = 2,854, P < 0,05 ; aliments riches en saccharose, F(4,58) = 9,145, P < 0,0001 ; aliments gras, F(4,58) = 4,541, P < 0,0001) suivi du test post hoc de Sidak. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001 et ****P < 0,0001. Moyenne ± sem H Panneau supérieur : schéma montrant la stratégie virale utilisée pour inhiber les neurones LSNts se projetant vers TU par une approche optogénétique. Panneau inférieur : images représentatives montrant l'expression de eNpHR-EYFP dans les neurones LSNts se projetant vers le TU. Barre d'échelle : 200 μm. I L'inhibition optogénétique des neurones LSNts projetant TU n'a eu aucun effet sur l'apport alimentaire régulier. Groupe témoin EYFP, n = 5 ; Groupe eNpHR, n = 6. ANOVA à deux facteurs (F(1,18) = 0,2096, P > 0,05). Moyenne ± sem J L'inhibition optogénétique des neurones LSNts projetant TU a augmenté de manière significative la consommation d'Ensure. Groupe témoin EYFP, n = 5 ; Groupe eNpHR, n = 6. ANOVA bidirectionnelle (F(1,18) = 5,341, P < 0,05) suivie du test post hoc de Sidak. **P < 0,01. Moyenne ± sem K Images représentatives montrant les résultats d'hybridation in situ pour le signal d'ARNm du récepteur de la neurotensine 1 (NtsR1) dans le SUM. L Schéma montrant la conception expérimentale pour l'infusion locale du peptide Nts dans le SUM. M Quantification de l'apport de nourriture standard sur 2 h après l'administration de solution saline (barre grise, n = 8) ou Nts (barre bleue, n = 8) au SUM. Test de rang signé de Wilcoxon. ***P < 0,001. N Quantification de l'apport de 2 h d'aliments riches en graisses après l'administration de solution saline (barre grise, n = 8) ou Nts (barre bleue, n = 8) au SUM. Test de rang signé de Wilcoxon. **P < 0,01. O Activité Ca2+ moyenne de LSNts→TU enregistrée par photométrie des fibres lors d'une alimentation libre d'aliments réguliers (panneau de gauche) ou d'Ensure (panneau de droite). Panneau supérieur : moyenne de la population à partir de 5 souris. Panneau inférieur : activité du Ca2+ chez des souris individuelles. P Activité Ca2+ moyenne du circuit LSNts→SUM enregistrée par photométrie des fibres lors d'une alimentation libre d'aliments réguliers (panneau de gauche) ou d'Ensure (panneau de droite). Panneau supérieur : moyenne de la population de 3 souris. Panneau inférieur : activité du Ca2+ chez des souris individuelles.

Pour révéler l'organisation anatomique des projections LSNts, nous avons injecté les traceurs rétrogrades CTB555 et CTB647/488 dans la TU et d'autres cibles LSNts en aval et avons examiné le chevauchement entre les neurones LSNts marqués CTB se projetant sur des cibles distinctes (Fig. S9). Seuls 6,0% des neurones LSNts projetant TU projetés vers le POA, 8,3% des neurones LSNts projetant TU projetés sur l'AHN et 11,3% des neurones LSNts projetant TU projetés sur le SUM (Fig. S9B – E), suggérant peu de chevauchement entre les neurones LSNts projetant TU et projetant POA, AHN et SUM. Comme prévu, la co-injection de CTB555 et de CTB647 dans l'UT a entraîné un pourcentage élevé de comarquage (92, 9% pour CTB555 et 66, 0% pour CTB647) (Fig. S9F). En utilisant une méthode similaire, nous avons observé peu de chevauchement entre toutes les autres paires de projections en aval LSNts (Fig. S9B), prenant en charge un modèle de projection un à un des neurones LSNts.

Nous avons examiné quelle projection LSNts est essentielle à la régulation de l'alimentation hédonique en injectant retroAAV-FLEX-FlpO dans l'une des cibles de projection en aval et AAV-fDIO-hM3D dans le LS de souris Nts-ires-Cre (Fig. 7D). Cette stratégie a entraîné l'expression sélective de hM3D dans les neurones LSNts qui se projettent vers une cible spécifique en aval, et le nombre de neurones LSNts exprimant hM3D était comparable entre différentes voies (Fig. S7A, B). L'activation des circuits LSNts → POA, LSNts → AHN et LSNts → SUM par injection de CNO a supprimé de manière significative la prise alimentaire, quel que soit le type d'aliment (Fig. 7E – G). Cependant, l'activation de la voie LSNts → TU a spécifiquement supprimé la consommation d'aliments appétissants riches en graisses et en saccharose, mais pas de nourriture standard (Fig. 7E – G). L'activation de la voie LSNts → TU n'a eu aucun effet sur l'activité locomotrice générale et le comportement de type anxieux dans le test en champ ouvert (Fig. S7H – J). En raison du rôle spécifique de la voie LSNts → TU dans l'alimentation hédonique, nous avons ensuite testé si le silence de cette voie améliorait l'alimentation hédonique. Nous avons utilisé une stratégie optogénétique spécifique à la voie pour inhiber la voie LSNts → TU (Fig. 7H). En effet, l'inhibition de la voie LSNts → TU a favorisé l'alimentation avec Ensure au goût agréable mais pas avec de la nourriture standard (Fig. 7I, J). Il a été récemment rapporté que les neurones positifs à la somatostatine (SST) dans le TU interviennent dans l'alimentation excessive liée au contexte, principalement l'alimentation hédonique [8]. Nous avons également examiné la distribution des terminaisons axonales des LSNts dans la TU et détecté un chevauchement important entre les boutons synaptiques positifs pour la synaptophysine des LSNts et les neurones positifs pour la SST dans la TU (Fig. S7F, G).

Nous avons examiné si les zones de projection en aval des neurones LSNts expriment des récepteurs de la neurotensine et donc potentiellement médient l'effet anorexigène de la signalisation de la neurotensine en effectuant une hybridation in situ pour détecter l'ARNm du récepteur de la neurotensine 1 (NtsR1) dans les 4 principales cibles de projection. Nous avons observé un signal d'ARNm NtsR1 robuste dans le SUM, alors que peu ou pas d'ARNm NtsR1 a été détecté dans POA, AHN et TU. (Fig. 7K et S8A). L'infusion locale de peptide de neurotensine (1 μg) dans le SUM a supprimé l'alimentation, quel que soit le type d'aliment, indiquant que le signal de la neurotensine dans le SUM est suffisant pour supprimer l'alimentation globale (Fig. 7L – N). En revanche, la perfusion de neurotensine dans le TU n'a eu aucun effet sur l'alimentation (Fig. S8A – C), ce qui correspond à l'absence d'expression des récepteurs de la neurotensine. Pour examiner comment la neurotensine affecte l'activité neuronale, nous avons effectué un enregistrement patch-clamp de cellules entières à partir de neurones TU et SUM. Dans la préparation des tranches, l'application de neurotensine (2 μM) a augmenté le déclenchement du potentiel d'action dans 3/6 neurones enregistrés dans SUM (Fig. S8H). Cependant, aucun neurone de TU (0/7) n'a montré de réponse à l'application de neurotensine en tranche (Fig. S8G). Nous avons également infusé de la neurotensine (1 μg) localement dans SUM in vivo et observé une expression robuste de c-fos (Fig. S8D – F), confirmant en outre que le signal de la neurotensine active les neurones SUM.

Pour examiner la possibilité que des réponses excitatrices et inhibitrices proviennent de neurones LSNts projetant vers des cibles distinctes en aval, nous avons enregistré la dynamique du Ca2+ des voies LSNts → TU et LSNts → SUM en exprimant GCaMP dans les neurones LSNts projetant TU ou SUM. Semblable à la population de LSNts, LSNts → TU a présenté des réponses biphasiques pendant l'alimentation libre d'Assure (Fig. 7O). Cependant, LSNts → SUM a montré une réponse inhibitrice pure et l'amplitude de la réponse était plus grande lorsque les souris consommaient Ensure que lorsqu'elles consommaient de la nourriture ordinaire (Fig. 7P).

L'activation des neurones LSNts a supprimé l'alimentation, tandis que la manipulation des neurones LSNts n'a eu aucun effet sur la dépense énergétique. Nous nous sommes demandé si l'amélioration de l'activité neuronale des LSNts préviendrait l'obésité induite par un régime riche en graisses, et nous avons activé de manière chronique les neurones LSNts avec une approche chimiogénétique (Fig. 8A). Chez les souris témoins, le poids corporel a augmenté rapidement lors de l'introduction du régime riche en graisses et a augmenté de 37 % ± 4 % après 6 semaines (Fig. 8B, ligne rouge), tandis que le poids corporel des souris n'a été maintenu qu'avec un régime alimentaire standard. augmenté de 14 % ± 1 % (Fig. 8B, ligne grise). L'activation chimiogénétique des neurones LSNts par une injection IP quotidienne de CNO a inversé l'augmentation du poids corporel (10% ± 1%) (Fig. 8B, ligne verte). En utilisant une stratégie virale intersectionnelle, nous avons sélectivement transduit hM3D dans des neurones LSNts projetant TU en injectant retroAAV-FLEX-FlpO dans le TU et AAV-fDIO-hM3D dans le LS de souris Nts-ires-Cre. L'activation chimiogénétique de LSNts → TU a également réduit de manière significative l'augmentation du poids corporel induite par un régime riche en graisses (21% ± 3%) (Fig. 8B, ligne orange). L'activation chronique de la voie LSNts → TU n'a eu aucun effet sur l'activité locomotrice ou le comportement lié à l'anxiété dans un test en champ libre (Fig. 8D, E). Sur la base de ces résultats, l'activation des neurones LSNts ou du circuit LSNts → TU est suffisante pour réduire l'obésité induite par un régime riche en graisses.

Un schéma montrant la conception expérimentale de l'activation chimiogénétique chronique des neurones LSNts dans un modèle d'obésité induit par un régime riche en graisses. B Modifications du poids corporel des souris témoins nourries avec de la nourriture standard (gris, n = 5), des souris témoins nourries avec un régime riche en graisses (rouge, n = 5), des souris LSNts::hM3D nourries avec un régime riche en graisses (vert, n = 7) et des souris LSNts→TU::hM3D nourries avec un régime riche en graisses (orange, n = 9) pendant plusieurs semaines. ANOVA bidirectionnelle (F(3,22) = 13,74, P < 0,0001). Moyennes ± sem C Changements dans le poids corporel des souris témoins nourries avec de la nourriture standard (gris, n = 5), des souris témoins nourries avec un régime riche en graisses (rouge, n = 5), des souris LSNts :: hM3D nourries avec un régime riche en graisses (vert, n = 7) et les souris LSNts → TU :: hM3D ont reçu un régime riche en graisses (orange, n = 9) après 6 semaines. ANOVA bidirectionnelle (F(3,22) = 11,4, P < 0,001) suivie du test post hoc de Tukey. *P < 0,05 et ***P < 0,001. Moyennes ± sem D L'activité locomotrice moyenne des souris témoins nourries avec de la nourriture standard (gris, n = 5), des souris témoins nourries avec un régime riche en graisses (rouge, n = 5), des souris LSNts::hM3D nourries avec un régime riche en graisses ( vert, n = 7) et des souris LSNts → TU :: hM3D nourries avec un régime riche en graisses (orange, n = 9). ANOVA unidirectionnelle (F(3,22) = 0,15, P > 0,05). Moyenne ± sem E La durée au centre du test en champ libre pour les souris témoins nourries avec de la nourriture standard (gris, n = 5), les souris témoins nourries avec un régime riche en graisses (rouge, n = 5), les souris LSNts :: hM3D nourries un régime riche en graisses (vert, n = 7) et des souris LSNts→TU::hM3D nourries avec un régime riche en graisses (orange, n = 9). ANOVA unidirectionnelle (F(3,22) = 1,19, P > 0,05). Moyens ± sem F Modèle de travail du mécanisme moléculaire et circuit par lequel les neurones LSNts régulent l'alimentation hédonique et le poids corporel.

Dans la présente étude, nous avons identifié un groupe de neurones GABAergiques exprimant la neurotensine dans le LS qui jouent un rôle essentiel dans la régulation de l'alimentation hédonique. Le silence des neurones LSNts a favorisé l'alimentation hédonique, qui a été médiée par des projections GABAergiques vers le TU. L'activation des neurones LSNts a supprimé la consommation alimentaire globale, qui était médiée par des projections sur le SUM, l'AHN et le POA. La signalisation de la neurotensine dans le SUM est suffisante pour supprimer l'alimentation globale. L'identification des molécules précises, des types de cellules et des circuits impliqués dans la régulation de l'alimentation hédonique pourrait contribuer au développement de meilleurs médicaments anti-obésité, compte tenu des effets secondaires indésirables des médicaments actuels ciblant les circuits homéostatiques.

Le LS a été impliqué dans divers processus physiologiques, y compris le stress et l'anxiété [16, 29,30,31]. Le LS contient de nombreux types cellulaires moléculairement distincts [32]. Une hypothèse intrigante est que des types cellulaires distincts contribuent à différentes fonctions physiologiques. Il a été démontré qu'un sous-ensemble de neurones LS qui expriment Crhr2 (LSCrhr2) induisent un comportement d'anxiété persistant induit par le stress [16]. Nos résultats révèlent un rôle critique pour les neurones LSNts dans la modulation de l'alimentation hédonique mais pas de l'anxiété, ce qui appuie davantage l'hypothèse selon laquelle des sous-types neuronaux distincts dans le LS interviennent dans différents processus physiologiques.

Les neurones LSNts sont un sous-ensemble de neurones GABAergiques du LS qui expriment la neurotensine. Nos résultats ont montré que les neurones LSNts libèrent du GABA pour agir sur des cibles cérébrales en aval, car une brève activation optogénétique des neurones LSNts évoquait des courants postsynaptiques inhibiteurs robustes sensibles à la picrotoxine. L'activation chimiogénétique des neurones exprimant la neurotensine provoque la libération de neurotensine dans les zones cérébrales en aval [33]. Ainsi, les neurones LSNts libèrent à la fois le neurotransmetteur canonique GABA et la neurotensine peptidique. À l'aide de l'inactivation du gène médiée par CRISPR/Cas9, nous avons révélé des rôles distincts pour la signalisation du GABA et de la neurotensine dans la modulation de l'alimentation hédonique. Au niveau physiologique basal, la signalisation GABA a spécifiquement supprimé l'alimentation hédonique, car le renversement du vGAT a favorisé la consommation d'aliments agréables au goût mais pas de nourriture régulière. Cependant, l'activation chimiogénétique des LSNt supprimait toujours la consommation d'aliments appétissants et de chow chez les souris vGAT knockdown, suggérant l'implication de la signalisation de la neurotensine dans la suppression de l'alimentation globale. En utilisant une technique d'hybridation in situ, nous avons détecté l'expression du récepteur 1 de la neurotensine dans le SUM (Fig. 7K), qui est l'une des cibles de projection en aval des neurones LSNts. De plus, nous avons montré qu'une infusion locale de neurotensine dans le SUM supprimait la consommation d'aliments au goût agréable et de nourriture régulière, suggérant l'implication du signal de la neurotensine dans la voie LSNts → SUM dans la suppression de l'alimentation globale.

Une étude récente a rapporté que les neurones à neurotensine dans le LS sont liés à la suppression de l'appétit [31]. Les neurones LSNts ont été activés par le stress et l'activation chimiogénétique des LSNts a entraîné une suppression alimentaire générale. Cette étude a donc suggéré un rôle important pour les neurones LSNts dans la contribution à la suppression alimentaire induite par le stress [31]. Cependant, l'effet anorexigène observé dans notre expérience est peu susceptible d'être dû à la suppression de la nourriture induite par le stress pour les raisons décrites ci-dessous. Premièrement, dans notre modèle d'alimentation hédonique, les souris avaient été habituées à un régime agréable au goût pendant au moins 3 jours ; ainsi, l'effet du stress était probablement minime. Deuxièmement, le silence synaptique médié par TeNT des LSNt a augmenté le poids corporel des souris nourries avec un régime riche en graisses, mais n'a eu aucun effet sur le poids corporel des souris nourries avec un régime alimentaire régulier. Cette différence n'a pas été attribuée au stress, car les deux animaux ont été élevés dans les mêmes conditions et avaient des niveaux de stress similaires. Au lieu de cela, ce résultat indique que les neurones LSNts limitent l'alimentation hédonique dans des conditions physiologiques. Troisièmement, en utilisant l'imagerie microscopique miniature in vivo du Ca2+, nous avons observé que 31 % des neurones LSNts étaient activés tandis que 32 % des neurones étaient inhibés lors de l'alimentation libre d'aliments agréables au goût. De plus, nous avons également examiné les réponses du même groupe de neurones LSNts au stress (footshock) et avons constaté que la majorité des neurones LSNts (74%) étaient activés par le stress (Fig. S6I). Ainsi, une forte activation des neurones LSNts par le stress favorise très probablement la libération de neurotensine pour supprimer l'apport alimentaire global. Bien que les neurones LSNts puissent lier le stress à la suppression de la nourriture, nos études ont révélé un rôle important pour les neurones LSNts dans la modulation de l'alimentation hédonique dans un environnement non stressant. De plus, nos expériences d'imagerie microscopique Ca2+ miniature ont révélé l'hétérogénéité des neurones LSNts pendant l'alimentation, qui n'a pas été caractérisée dans la littérature précédente.

Nos expériences de traçage de circuit ont révélé que les neurones LSNts se projettent vers plusieurs cibles en aval, notamment le POA, l'AHN, le TU et le SUM. Tout en activant les projections vers le POA, AHN et SUM ont supprimé l'alimentation globale, l'activation du circuit LSNts → TU a spécifiquement inhibé la consommation d'aliments au goût agréable. Ces résultats suggèrent un rôle unique pour la voie LSNts → TU dans la régulation de l'alimentation hédonique. Il est intéressant de noter que les neurones SST-positifs dans le noyau tubéreux ont été récemment rapportés comme médiateurs de l'alimentation non homéostatique basée sur le contexte environnemental, principalement l'alimentation hédonique [8]. Notre traçage antérograde médié par SynaptoTag a révélé des contacts robustes entre les boutons synaptiques des neurones LSNts et les neurones SST-positifs dans le TU. Ainsi, une hypothèse plausible est que l'effet du circuit LSNts → TU sur la suppression de l'alimentation hédonique est au moins partiellement médié par les neurones SST dans le TU.

Notre expérience d'imagerie miniscope a révélé deux populations de neurones LSNts qui ont été activés et inhibés pendant l'alimentation. Cette découverte explique la réponse biphasique observée dans notre expérience de photométrie de fibre. La sous-population de LSNts inhibés présentait une latence de réponse plus lente et une fenêtre de réponse plus large que la sous-population de LSNts activés. Les différences de cinétique temporelle de ces deux populations de LSNt ont entraîné des réponses biphasiques au niveau de la population. Notre analyse de la dynamique neuronale et des expériences de perturbation indiquent un effet dominant de la sous-population LSNts inhibée sur l'apport alimentaire. Nos résultats révèlent également l'hétérogénéité des neurones LSNts et soulignent l'importance de surveiller l'activité neuronale individuelle au cours des processus physiologiques. À l'avenir, un objectif important est de déterminer si ces sous-populations de LSNt activées et inhibées ont des profils moléculaires différents et si elles diffèrent dans leurs entrées synaptiques et leurs modèles de projection.

En résumé, nos résultats identifient un nouveau circuit LS qui joue un rôle important dans la régulation de l'alimentation hédonique et de l'obésité. Les projections des neurones LSNts vers le TU suppriment l'alimentation hédonique via la signalisation GABA, tandis que les projections des neurones LSNts vers les POA, AHN et SUM suppriment l'alimentation globale. Le signal de la neurotensine dans la voie LSNts → SUM est suffisant pour supprimer l'alimentation globale (Fig. 8F). Ces découvertes élargissent notre compréhension des circuits neuronaux sous-jacents à l'alimentation hédonique au-delà du système de récompense dopaminergique mésolimbique classique et aideront à développer des interventions pour une alimentation excessive motivée par l'appétence des aliments et l'obésité qui en résulte.

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Nous remercions le Dr Erwin Neher, le Dr Yu-Tian Wang, le Dr Xiaoke Chen et le Dr Lei Yuan pour leurs commentaires perspicaces sur le manuscrit. Nous remercions le Dr Minmin Luo, le Dr Yang Dan et le Dr Chenyan Ma pour leur aide dans les expériences CRISPR/Cas9 ; le Dr Jian Zhang pour son aide à la mesure de la tension artérielle ; Dr Cheng Wang et Dr Zhen Zhang pour leur aide dans l'expérience d'imagerie par miniscope ; Dr Qingfeng Wu et Si Li pour leur aide dans l'expérience d'hybridation in situ ; et le Dr Fan Yang et Dashuang Gao pour leur aide dans les mesures métaboliques. Ce travail a été soutenu par des subventions du Science and Technology Innovation 2030 - Major Project (2021ZD0202103), National Natural Science Foundation of China (81922024, 82171492 & 31900735), Science, Technology and Innovation Commission of Shenzhen Municipality (RCJC20200714114556103, JCYJ20180507182420114 & ZDSYS20190902093601675) , Frontier Research Program of Bioland Laboratory (Guangzhou Regenerative Medicine and Health Guangdong Laboratory) (2018GZR110105006) et Guangdong Provincial Key Laboratory of Brain Connectome and Behavior (2017B030301017). ZL a été soutenu par des subventions du National Key R&D Program of China (2016YFD0400800) et de la National Natural Science Foundation of China (11079019 & 31070616).

Ces auteurs ont contribué à parts égales : Zijun Chen, Gaowei Chen.

Shenzhen Key Laboratory of Drug Addiction, Shenzhen Neher Neural Plasticity Laboratory, the Brain Cognition and Brain Disease Institute, Shenzhen Institute of Advanced Technology, Chinese Academy of Sciences; Shenzhen-Hong Kong Institute of Brain Science-Shenzhen Fundamental Research Institutions, Shenzhen, 518055, Chine

Zijun Chen, Gaowei Chen, Jiafeng Zhong, Shishi Lai, Hua Xu, Xiaofei Deng, Fengling Li, Shanshan Lu, Kuikui Zhou et Yingjie Zhu

Université de l'Académie chinoise des sciences, 100049, Pékin, Chine

Gaowei Chen, Jiafeng Zhong, Shanshan Lu, Xu Zhang et Yingjie Zhu

Université de technologie du Henan, Henan, 450001, Chine

Shaolei Jiang et Zhongdong Liu

Université de Shanghai pour la science et la technologie, Shanghai, 200093, Chine

Shaolei Jiang

Faculté des sciences de la vie et de la santé, Institut de technologie avancée de Shenzhen, Académie chinoise des sciences, Shenzhen, 518055, Chine

Kuikui Zhou et Yingjie Zhu

Institut des sciences et technologies du renseignement du Guangdong, district de Hengqin, Zhuhai, Guangdong, 519031, Chine

Changlin Li et Xu Zhang

Unité de recherche en médecine de la douleur, Académie chinoise des sciences médicales ; SIMR Joint Lab of Drug Innovation, Shanghai Advanced Research Institute, Chinese Academy of Sciences, Shanghai, 201210, Chine

Xu Zhang

CAS Center for Excellence in Brain Science and Intelligence Technology, Académie chinoise des sciences, Shanghai, 200031, Chine

Yingjie Zhu

CAS Key Laboratory of Brain Connectome and Manipulation, the Brain Cognition and Brain Disease Institute (BCBDI), Shenzhen Institute of Advanced Technology (SIAT), Chinese Academy of Sciences, Shenzhen, 518055, Chine

Yingjie Zhu

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YZ a conçu l'étude. ZC, GC et YZ ont conçu les expériences et analysé les données. ZC a effectué des tests de traçage, de comportement et de physiologie des tranches avec l'aide de JZ, SL et SJ. GC a mené des expériences d'hybridation in situ, d'enregistrement de photométrie par fibre et d'imagerie au miniscope avec l'aide de SL, HX, FL et XD ; YZ a écrit le manuscrit avec les contributions de ZC et GC. KZ, CL, ZL et XZ ont révisé le manuscrit. Tous les auteurs ont examiné le manuscrit.

Correspondance avec Yingjie Zhu.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Chen, Z., Chen, G., Zhong, J. et al. Un circuit allant des neurones de la neurotensine du septum latéral au noyau tubaire contrôle l'alimentation hédonique. Mol Psychiatry 27, 4843–4860 (2022). https://doi.org/10.1038/s41380-022-01742-0

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Reçu : 22 mars 2022

Révisé : 08 août 2022

Accepté : 10 août 2022

Publié: 26 août 2022

Date d'émission : décembre 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41380-022-01742-0

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