Cerveau

Nature Communications volume 13, Numéro d'article : 3417 (2022) Citer cet article

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Malgré l'importance fondamentale de comprendre le schéma de câblage du cerveau, notre connaissance de la façon dont la connectivité neuronale est recâblée par une lésion cérébrale traumatique reste remarquablement incomplète. Ici, nous utilisons l'imagerie du cerveau entier à résolution cellulaire pour générer des cartes à l'échelle du cerveau de l'entrée des neurones inhibiteurs dans un modèle murin de lésion cérébrale traumatique. Nous constatons que les interneurones de la somatostatine sont convertis en hubs hyperconnectés dans plusieurs régions du cerveau, avec des connexions réseau locales riches mais des apports à longue portée diminués, même dans des zones non directement endommagées. La perte d'entrée à longue distance n'est pas corrélée à la perte de cellules dans les régions cérébrales distantes. Les interneurones transplantés dans le site de la blessure reçoivent une entrée orthotopique locale et à longue portée, ce qui suggère que la machinerie pour établir des connexions à distance reste intacte même après une blessure grave. Nos résultats révèlent une stratégie potentielle pour maintenir et optimiser l'inhibition après une lésion cérébrale traumatique qui implique une réorganisation spatiale des entrées directes des neurones inhibiteurs à travers le cerveau.

La fonction cérébrale repose sur un groupe extrêmement diversifié d'interneurones inhibiteurs qui contrôlent l'entrée et la sortie des réseaux locaux1,2,3. Dans le cortex cérébral, l'une des plus importantes populations d'interneurones exprime le neuropeptide somatostatine (SST)4,5,6. Ces cellules inhibent les dendrites et régulent ainsi l'intégration de l'apport glutamatergique aux principaux neurones locaux. Cela leur confère des rôles uniques dans la formation de la plasticité synaptique, de l'apprentissage et de la mémoire7,8,9,10,11,12,13,14. Cependant, les interneurones SST sont parmi les plus vulnérables à la mort cellulaire suite à une lésion cérébrale, et leur perte a été bien documentée dans des modèles expérimentaux d'épilepsie, de lésion cérébrale traumatique (TBI) et de la maladie d'Alzheimer15,16,17,18,19, et chez l'homme20,21. Dans l'hippocampe, les interneurones SST survivants reçoivent plus de stimulation excitatrice, forment de nouvelles synapses inhibitrices sur les neurones glutamatergiques et se développent même dans des territoires qu'ils n'occupent normalement pas22,23,24,25. Ce schéma de recâblage des circuits locaux soulève la question de savoir si les lésions cérébrales réorganisent la connectivité des interneurones à une échelle beaucoup plus grande.

Pour aborder cette possibilité de manière impartiale, nous avons tiré parti d'un système de virus de la rage monosynaptique rétrograde et de techniques améliorées de nettoyage des tissus du cerveau entier pour créer des cartes à l'échelle du cerveau de l'entrée directe des interneurones SST dans un modèle murin de TBI focal. Nous avons trouvé des différences quantitatives spectaculaires dans l'entrée locale et à longue distance des interneurones SST hippocampiques au site de la blessure. Cependant, il n'y avait pas de perte de neurones dans les régions d'entrée distantes elles-mêmes, et la proportion de sous-types de neurones ciblant les neurones starter était stable. À notre grande surprise, nous avons découvert un schéma similaire de réorganisation des circuits loin de la lésion dans le cortex préfrontal (PFC), qui interagit avec l'hippocampe de manière bidirectionnelle26 mais n'a pas été directement endommagé par l'agression initiale. Les progéniteurs d'interneurones greffés dans l'hippocampe lésé ont établi avec succès des connexions appropriées à longue portée ; cependant, les interneurones dérivés du greffon ont conservé l'apport local amélioré observé après TBI. Ainsi, nos expériences fournissent de nouvelles informations sur le remodelage des circuits à grande échelle à la suite d'une lésion cérébrale et suggèrent que les lésions cérébrales, même lorsqu'elles sont focalisées, ont un impact beaucoup plus large sur la fonction des circuits neuronaux dans l'ensemble du cerveau qu'on ne le pensait auparavant.

Malgré leur rôle important dans la formation de l'activité du réseau local et de la mémoire11,14, l'apport précis à l'échelle du cerveau aux interneurones SST dans le gyrus denté n'a pas été systématiquement défini. Nous avons d'abord quantifié la densité de neurones SST + pendant la période chronique après TBI en utilisant des souris reporters qui marquent presque tous les interneurones SST avec GFP27. Une lésion unilatérale par impact cortical contrôlé (CCI) a été infligée à de jeunes souris adultes à P60 (profondeur d'impact de 1, 0 mm, durée de 3, 5 m s-1 et 500 ms), et les animaux ont été traités pour immunocoloration huit semaines plus tard. Cette période correspond à un moment où la neuropathologie à long terme et les phénotypes comportementaux sont bien établis. Chez toutes les souris atteintes de lésions cérébrales, la lésion consistait en une cavité s'étendant à travers l'épaisseur du néocortex et comprenait une distorsion et un amincissement substantiels des principales couches cellulaires de l'hippocampe (Fig. 1a). Nous avons observé une réduction d'environ 65 % des cellules GFP+ dans le hile (Fig. 1b ; Données supplémentaires 1), ce qui correspond à la perte à court terme d'interneurones SST signalée dans des études précédentes17,18.

une section coronale 8 semaines après TBI marquée pour SST-GFP (vert) et DAPI (magenta). h, hile ; gcl, couche de cellules granulaires ; ml, couche moléculaire. Animal représentatif de n = 5 souris TBI b Quantification des interneurones SST-GFP chez des animaux témoins non blessés et des animaux lésés au cerveau. ***P = 1,62E-06, témoin non blessé ipsilatéral contre TBI ipsilatéral, ***P = 1,31E-05, TBI controlatéral contre TBI ipsilatéral ; ANOVA bidirectionnelle avec test post hoc de Tukey, n = 6 souris non blessées et 5 souris TBI. c. Schéma montrant la stratégie expérimentale de traçage rétrograde à deux virus. d, e Gyrus denté d'un témoin non blessé (d) et d'un animal blessé CCI (e) étiqueté pour le DAPI (bleu), le virus auxiliaire AAV (vert) et le RVΔG-mCherry (magenta). Animaux représentatifs de n = 4 souris indemnes et 2 TBI. F. Section coronale du gyrus denté étiqueté pour le virus auxiliaire AAV (vert) et la somatostatine (magenta). Animal représentatif de n = 3 souris non blessées. g Quantification de l'expression de SST dans les neurones marqués avec le virus auxiliaire AAV ; n = 3 souris. h Distribution des cellules starter à double couleur dans l'hippocampe ; n = 73 cellules de 4 témoins non blessés, n = 23 cellules de 2 animaux avec TBI. Barres d'erreur, sem ; barres d'échelle, 1 mm (a, gauche), 100 μm (a, droite ; d et e) et 50 μm (f). Voir également les figures supplémentaires. 1, 2 et données supplémentaires 1. Les données sources sont fournies sous la forme d'un fichier de données sources.

Pour étiqueter l'entrée monosynaptique des interneurones SST dans le cerveau lésé de manière chronique, nous avons utilisé une approche à deux virus génétiquement restreinte pour révéler anatomiquement leurs entrées putatives (Fig. 1c-e). Nous avons d'abord injecté un virus auxiliaire Cre-dépendant (AAV8-hSyn-FLEX-TVA-P2A-eGFP-2A-oG) dans le gyrus denté de souris adultes SST-Cre 4 semaines après TBI. Ce virus auxiliaire fournit le récepteur qui permet au virus de la rage recouvert d'EnvA de pénétrer uniquement dans les neurones Cre-positifs et la glycoprotéine pour que le virus de la rage se transfère rétrogradement aux neurones d'entrée monosynaptiques. Trois semaines plus tard, nous avons injecté un virus de la rage délété G et pseudotypé EnvA codant mCherry au même endroit (RVΔG-mCherry). Étant donné que les interneurones SST + du gyrus denté sont exclusivement situés dans le hile, nous avons ciblé cette région pour l'injection de virus. Après 7 jours, nous avons identifié les neurones qui étaient positifs pour les deux rapporteurs fluorescents au site d'injection (cellules de départ) et les neurones infectés par le virus de la rage ont été marqués avec mCherry (neurones d'entrée pré-synaptiques). Un nombre substantiel de neurones dans différentes zones du cerveau ont été marqués par le virus de la rage (Fig. 1 supplémentaire).

Pour confirmer la spécificité du marquage du virus, nous avons effectué une immunocoloration contre SST au site d'injection. Nous avons trouvé que 97 % des neurones marqués à la GFP étaient SST+ (152 cellules sur 156, n = 3 souris) (Fig. 1f, g). Pour évaluer l'expression de fuite potentielle du virus, nous avons effectué une série d'expériences de contrôle. Pour confirmer la dépendance de la recombinaison Cre, nous avons injecté l'assistant AAV8-hSyn-FLEX-TVA-P2A-eGFP-2A-oG et le virus RVΔG-mCherry dans Cre-littermates. Aucun neurone n'a été marqué dans le cerveau (Fig. 2a supplémentaire). Chez les animaux Cre +, les neurones GFP + n'étaient marqués qu'au site d'injection et aucun neurone GFP + n'a été trouvé en dehors du site d'injection (Fig. 2 supplémentaire). Chez les animaux témoins et les animaux lésés au cerveau, les cellules starter étaient presque exclusivement confinées au hile (Fig. 1h, Données supplémentaires 1). Seules des cellules starter occasionnelles ont été trouvées dans la région CA3 adjacente; aucune cellule GFP + n'a été trouvée dans CA1, CA2, le néocortex ou toute autre région du cerveau.

Ensuite, nous avons généré des cartes du cerveau entier de neurones envoyant une entrée monosynaptique aux interneurones SST à l'aide du nettoyage du cerveau iDISCO + et de l'imagerie de la feuille de lumière du cerveau entier (Fig. 2a). L'un des principaux défis de ces techniques a été d'accéder aux neurones d'entrée profondément dans le tissu28. En nous appuyant sur les protocoles iDISCO+ existants et les progrès récents de la chimie de la perméabilisation29,30, nous avons donc modifié les conditions de compensation pour obtenir un immunomarquage des tissus profonds dans un cerveau traumatisé. Nous avons apporté trois améliorations clés aux procédures de préparation et d'imagerie des échantillons iDISCO+ (Fig. 3 supplémentaire). Tout d'abord, nous avons incorporé un lavage initial à l'aide de N-méthyl diéthanolamine (MDEA) pour décolorer le sang résiduel non perfusé, qui absorbe la lumière31. Deuxièmement, nous avons dénaturé la matrice extracellulaire à l'aide d'une solution concentrée de chlorhydrate de guanidine avant l'immunomarquage. Troisièmement, nous avons incorporé un détergent supplémentaire (3-[(3-cholamidopropyl)dimethylammonio]-1-propanesulfonate, CHAPS) au diluant d'anticorps pour améliorer la pénétration des anticorps plus profondément dans le tissu. Ces optimisations ont permis l'immunomarquage du cerveau entier sans qu'il soit nécessaire de séparer les cerveaux en deux hémisphères distincts, comme cela se fait couramment. Les données brutes acquises à partir de l'imagerie ont été enregistrées dans le Allen Common Coordinate Framework (CCF) et les positions des cellules ont été annotées et analysées à l'aide d'outils de la suite BrainGlobe32,33 (Fig. 4 supplémentaire). Comme prévu, le nombre de neurones starter a été réduit chez les animaux cérébrolésés (contrôle : 48,0 ± 3,7 cellules, TBI : 9,4 ± 0,9 cellules, P = 9,45E-06, test t bilatéral), ce qui correspond à la perte de interneurones SST. Les cellules starter étaient presque exclusivement confinées au hile (témoin : 92,8 ± 0,96 % de cellules starter dans le gyrus denté, TBI : 89,8 ± 3,2 % de cellules starter dans le gyrus denté ; P = 0,3, test exact de Fisher). Bien que le nombre de neurones marqués variait d'un animal à l'autre, il existait une corrélation entre le nombre de neurones d'entrée et de cellules starter (Fig. 2b).

a Conception expérimentale pour une meilleure compensation du cerveau iDISCO + et une imagerie de la feuille de lumière du cerveau entier. b Analyse de régression linéaire pour le nombre de cellules starter et de neurones d'entrée pré-synaptiques dans l'ensemble du cerveau (n = 4 témoins non blessés, 5 souris TBI ; R2 = 0,98). c Coupes coronales schématiques (250 μm) montrant des cellules individuelles marquées par la rage enregistrées dans l'espace atlas standardisé pour les témoins non blessés (bleu) et les animaux lésés au cerveau (rouge). Un point représente un neurone. n = 4 animaux témoins non blessés et 5 animaux TBI. Une liste d'abréviations est fournie dans les données supplémentaires 2. d Graphiques de densité cellulaire du noyau gaussien montrant les distances euclidiennes regroupées des neurones d'entrée au centroïde du neurone starter le plus proche. e. Proportion de neurones d'entrée trouvés à l'extérieur de l'hippocampe ipsilatéral (DG, CA3, CA2, CA1). Non blessé : 39,6 ± 5,2 %, n = 4 souris ; TBI : 11,8 ± 2,7 %, n = 5 souris ; **P = 1,5E-3 ; test t bilatéral. f Proportion de neurones d'entrée trouvés dans l'hémisphère controlatéral. Non blessé : 8,4 ± 0,7 %, n = 4 souris ; TBI : 3,0 ± 0,8 %, n = 5 souris ; **P = 2.0E-3 ; test t bilatéral. g Tracé gaussien de densité cellulaire du noyau de la distribution dans l'ensemble du cerveau des neurones d'entrée le long de l'axe antérieur-postérieur. L'ombrage gris représente la population regroupée avec des lignes individuelles représentant chaque animal. La quantification est fournie dans les données supplémentaires 3. h Proportion de neurones d'entrée trouvés dans chaque zone cérébrale discrète. ***P < 1,0E-15, indemne versus TBI (CA1), ***P = 2,25E-04, indemne versus TBI (ENTm), **P = 4,69E-03, indemne versus TBI (NDB) ; ANOVA à mesures répétées bidirectionnelle avec le test post-hoc de Bonferroni ; n = 4 souris non blessées et 5 souris TBI. La quantification est fournie dans les données supplémentaires 4. Barres d'erreur, sem ; barres d'échelle, 1 mm (sauf immunomarquage profond dans a, 100 μm). Voir également les figures supplémentaires. 3 à 7, Données supplémentaires 5 et Films supplémentaires 1 et 2. Les données source sont fournies sous forme de fichier de données source.

La cartographie du cerveau entier des neurones marqués par la rage a révélé l'apport de 15 régions cérébrales distinctes (Fig. 2c, Figs. 5, 6 supplémentaires). La majorité des entrées provenaient du gyrus denté et de CA3, comme prévu24,34,35, suivis du cortex entorhinal médial (ENTm), du noyau de la bande diagonale (NDB) et du cortex entorhinal latéral (ENTl). Il convient de noter que ce modèle d'entrée est différent des résultats de traçage rétrograde précédents dans les cellules granulaires dentées, qui reçoivent des projections considérablement plus faibles de l'ENTm que de l'ENTl et une entrée proéminente des noyaux mammillaires36,37, ainsi que des interneurones SST dans CA1, qui reçoivent très peu d'entrée du cortex entorhinal38. Après le TBI, il y a eu un changement dans la distance euclidienne des neurones marqués par la rage au centroïde des cellules starter (Fig. 2d; Fig. 5 supplémentaire), suggérant que les neurones d'entrée étaient sensiblement plus proches des cellules starter après une lésion cérébrale.

Une proportion plus élevée de connexions locales a été confirmée lorsque nous avons analysé plus en détail l'entrée des interneurones SST. Chez les animaux témoins, environ 40 % des neurones d'entrée ont été détectés à l'extérieur de l'hippocampe et 8 % des neurones d'entrée étaient situés dans l'hémisphère controlatéral. Les proportions de ces entrées à longue distance ont été considérablement réduites chez les animaux atteints de TBI (Fig. 2e, f). De plus, nous avons analysé la probabilité de neurones d'entrée dans des bacs de 200 μm le long de tout l'axe antéro-postérieur (AP), de 0 mm (bulbe olfactif) à 13 mm (cervelet) (Fig. 2g). Cela a révélé des augmentations significatives du pourcentage de neurones d'entrée entre 6,8 mm et 7,4 mm au niveau de l'hippocampe (6,8–7 mm, non blessé : 6,79 ± 0,79 %, TBI : 18,12 ± 5,03 %, P = 1,42E-11 ; 7– 7,2 mm, non blessé : 7,15 ± 0,83 %, TBI : 18,31 ± 4,01 %, P = 3,02E-11 ; 7,2–7,4 mm, non blessé : 8,67 ± 1,70 %, TBI : 16,72 ± 4,55 %, P = 7,64E-06 ; ANOVA à mesures répétées bidirectionnelles avec test post-hoc de Bonferroni ; Données supplémentaires 3) et diminue à 10 mm à 10,2 mm au niveau de l'ENTm (contrôle : 7,48 ± 2,04 %, TBI : 1,90 ± 1,03 %, P = 1,33E -02 ; ANOVA à mesures répétées bidirectionnelles avec le test post-hoc de Bonferroni ; données supplémentaires 3). Après TBI, un marquage massif des entrées a été détecté dans l'hippocampe ipsilatéral, avec une proportion significativement plus élevée d'entrées provenant de la zone CA1 (Fig. 2h; Données supplémentaires 4). Cependant, les zones cérébrales distantes fournissant la plus grande proportion d'entrées aux interneurones SST chez les témoins, tels que ENTm et NDB, se sont avérées avoir une réduction significative de l'entrée après TBI (Fig. 2h; Données supplémentaires 4). Pour comparer directement les changements dans le nombre de neurones d'entrée plutôt que la proportion d'entrée, nous avons calculé l'indice de convergence pour chaque animal, défini comme le nombre de neurones d'entrée marqués mCherry divisé par le nombre de cellules starter marquées GFP et mCherry. Cette analyse a également révélé une augmentation significative de l'entrée de CA1 et une diminution de l'entrée à longue distance de l'ENTm et du NDB (Fig. 7 supplémentaire; Données supplémentaires 5). Ainsi, il y a un changement spectaculaire à la fois dans le nombre et la proportion relative des entrées locales et à longue distance vers les interneurones SST hippocampiques après TBI.

La perte d'entrée à longue portée après TBI pourrait résulter d'une perte de neurones à des sites distants ou d'une perte de connexions anatomiques. Pour tester cela et pour caractériser les identités neurochimiques de l'entrée des interneurones SST hilaires, nous avons développé une méthode pour réhydrater les mêmes cerveaux utilisés pour l'imagerie par feuille de lumière et les traiter pour l'immunomarquage traditionnel à double immunofluorescence (Fig. 3a-c). Étant donné que l'entrée à longue portée des interneurones SST hilaires provient principalement du prosencéphale basal et de l'ENTm, nous avons quantifié les populations de neurones dans ces zones.

un schéma montrant le protocole expérimental pour le nettoyage inverse du cerveau et l'immunomarquage. b Deux neurones d'entrée marqués par la rage (rouge) identifiés dans une coupe optique sagittale de NDB dans un cerveau témoin intact. Animal représentatif de n = 3 témoins non blessés. Projection d'intensité maximale de 50 μm obtenue par imagerie de feuille de lumière du cerveau entier. c Coupe sagittale contenant les mêmes neurones d'entrée (magenta) marqués pour CHAT (vert) après traitement pour l'immunomarquage traditionnel et l'imagerie confocale. Animal représentatif de n = 3 témoins non blessés. La flèche indique une cellule co-marquée. d NDB de contrôle indemne (à gauche) et d'animal lésé au cerveau (à droite) étiqueté pour CHAT (vert). Animaux représentatifs de n = 3 souris non blessées et 4 souris TBI. e Proportion de neurones d'entrée mCherry+ marqués contre la rage qui exprimaient CHAT. f Quantification de la densité de neurones CHAT + dans les NDB ipsilatéral et controlatéral chez des témoins non blessés et des animaux lésés au cerveau. n = 3 animaux non blessés et 5 animaux TBI. g Coupe sagittale du gyrus denté chez un témoin non blessé (à gauche) et un animal blessé au cerveau (à droite) étiqueté pour CHAT (vert) et DAPI (bleu). Animaux représentatifs de n = 3 souris non blessées et 4 souris TBI. h, hile ; gcl, couche de cellules granulaires ; ml, couche moléculaire. h. Quantification de la densité d'axones CHAT + dans le gyrus denté ipsilatéral et controlatéral chez des témoins non blessés et des animaux cérébrolésés. n = 3 animaux non blessés et 4 animaux TBI. i ENTm d'un témoin non blessé (à gauche) et d'un animal lésé au cerveau (à droite) étiqueté pour reelin (vert) et mCherry (magenta). Animaux représentatifs de n = 3 animaux non blessés et 5 animaux TBI. j Proportion de neurones d'entrée marqués mCherry+ antirabiques qui exprimaient la reeline. k Quantification de la densité cellulaire reelin+ dans l'ENTm ipsilatéral et controlatéral. n = 3 animaux non blessés et 5 animaux TBI. Barres d'erreur, sem ; barres d'échelle, 100 μm. Voir également Fig. 8 supplémentaire et Données supplémentaires 1. Les données source sont fournies sous forme de fichier de données source.

Le cerveau antérieur basal contient plusieurs types de cellules qui projettent de longues distances via la voie fimbria/fornix vers l'hippocampe, y compris les neurones cholinergiques, glutamatergiques et GABAergiques39. Chez les animaux témoins et blessés, la majorité absolue des neurones d'entrée NDB aux interneurones hilaires SST exprimaient la choline acétyltransférase (CHAT) (témoin : 67,1 ± 6,8 %, n = 3 souris ; TBI : 79,2 ± 12,5 %, n = 4 souris ; P = 0,99, test exact de Fisher ; Fig. 3d, e). Ceci est différent des interneurones inhibiteurs dans CA1, qui reçoivent principalement une entrée GABAergique du prosencéphale basal38. Nous n'avons pas trouvé de différence dans la densité des neurones CHAT + dans le NDB entre les animaux témoins et les animaux blessés au cerveau (Fig. 3f), ce qui suggère que les neurones CHAT + n'étaient pas réduits dans le prosencéphale basal après un TBI focal.

Parce que les neurones du NDB et de l'ENTm se projettent directement dans l'hippocampe, leurs axones sont presque sûrement endommagés par le TBI. Par conséquent, nous avons ensuite examiné si la densité des projections cholinergiques dans l'hippocampe était affectée par le TBI. Chez les animaux témoins et blessés, il y avait un plexus dense de processus axonaux CHAT + innervant chaque couche de l'hippocampe, même à l'épicentre de la blessure (Fig. 3g, h). Nous n'avons pas détecté de différence dans l'expression de CHAT entre les groupes (contrôle, ipsilatéral : 20,8 ± 1,9 %, contrôle, contralatéral : 20,8 ± 1,7 %, n = 3 souris ; TBI, ipsilatéral : 22,9 ± 0,6 %, TBI, contralatéral : 22,0 ± 1,2 %, n = 4 souris ; P = 0,96, ANOVA à deux facteurs). Ces résultats démontrent que la réduction des neurones d'entrée CHAT+ n'était pas accompagnée d'une perte générale des afférences CHAT+ dans l'hippocampe après TBI.

Ce résultat était inattendu, car une perte de neurones immunoréactifs CHAT a été rapportée dans le cerveau antérieur basal de modèles de lésions diffuses40,41. Pour exclure la possibilité que les quantifications cellulaires aient été influencées par la cartographie du circuit de la rage ou les procédures de nettoyage du cerveau, nous avons examiné une deuxième cohorte indépendante d'animaux témoins et cérébrolésés qui n'ont pas subi ces procédures (n = 6 témoins, n = 4 animaux TBI) . Dans cette expérience de réplication, nous avons également trouvé des nombres similaires de neurones CHAT + dans le NDB de souris témoins et TBI appariées selon l'âge (Fig. 8 supplémentaire).

Chez les animaux témoins et les animaux blessés au cerveau, les neurones d'entrée dans l'ENTm ont été trouvés presque exclusivement dans la couche II (Fig. 3i). Environ 90 % de ces cellules co-exprimaient la reeline et présentaient de grandes morphologies de cellules étoilées multipolaires (contrôle : 86,8 ± 0,34 %, n = 3 souris ; TBI : 95,2 ± 4,8 %, n = 3 souris ; P = 0,99, test exact de Fisher ; figure 3j). Ces résultats sont cohérents avec des études antérieures montrant que les cellules étoilées exprimant la reeline dans l'ENTm donnent lieu à la principale voie glutamatergique associative connue sous le nom de voie perforante qui se projette vers le gyrus denté, les régions CA3 et CA2 de l'hippocampe42,43,44. Nous n'avons pas trouvé de différence dans la densité des neurones reelin + dans l'ENTm entre les animaux témoins et les animaux blessés au cerveau (Fig. 3k), similaire à nos résultats dans le prosencéphale basal. Ensemble, nos résultats démontrent qu'il y a une réduction de la quantité d'entrée dans les interneurones SST hilaires des deux principales régions cérébrales distantes innervant le gyrus denté après un TBI focal, mais ces zones distantes restent structurellement intactes.

L'entrée de CA1 a augmenté de plus de 10 fois après TBI. Pour identifier les types de neurones CA1 qui fournissent une entrée aux interneurones SST hilaires, nous avons évalué la position laminaire des neurones d'entrée CA1 dans le même tissu à élimination inverse (Fig. 4). Chez les témoins, environ 65 % des neurones d'entrée CA1 étaient positionnés dans la couche cellulaire pyramidale. Ces neurones avaient des caractéristiques morphologiques des neurones pyramidaux et exprimaient WFS1, un marqueur des neurones pyramidaux CA1 (Fig. 4a). Une plus petite partie des neurones d'entrée CA1 a été trouvée à l'extérieur de la couche pyramidale et n'a pas exprimé WFS1 ; ce sont des interneurones putatifs. Chez les animaux cérébrolésés, il y avait une augmentation significative de la proportion de neurones d'entrée positionnés dans la couche de cellules pyramidales (témoin : 64,5 ± 14,0 %, n = 3 souris ; TBI : 92,1 ± 5,1 %, n = 4 souris ; P = 1,29 E-07, test du chi carré ; figure 4b). Des projections robustes de ces neurones pouvaient être clairement vues entrant dans le gyrus denté (Fig. 4a). Par conséquent, il y a une augmentation de l'entrée locale de CA1 dans les interneurones hilaires SST après TBI, et les neurones pyramidaux CA1 sont la principale source de cette nouvelle entrée.

un CA1 chez un témoin non blessé (en haut) et un animal blessé au cerveau (en bas) étiqueté pour la rage (bleu) et WFS1 (rouge). Animaux représentatifs de n = 3 souris non blessées et 4 souris TBI. donc, stratum oriens; sp, strate pyramidale ; sr, couche radiée ; ml, couche moléculaire ; gcl, couche de cellules granulaires. b Proportion de neurones d'entrée trouvés dans chaque couche de CA1. ***P = 1,29E-07, indemne versus TBI, test du Chi carré bilatéral. n = 45 cellules de 3 témoins non blessés, 183 cellules de 4 souris TBI. Barres d'échelle, 100 μm. Voir également Données supplémentaires 1. Les données sources sont fournies sous la forme d'un fichier de données sources.

Après avoir observé une réorganisation spectaculaire à l'échelle du cerveau des circuits des interneurones SST de l'hippocampe, nous avons ensuite demandé si l'entrée des neurones SST était également recâblée loin de la blessure. Le PFC est un site limbique critique d'ordre supérieur qui est au cœur de la récupération de la mémoire et de la prise de décision et reçoit un modèle très diversifié d'entrées couvrant l'ensemble du cerveau, y compris une entrée directe de l'hippocampe45. 24 heures après la blessure, la coloration au fluoro-jade C a révélé des neurones dégénérés dans l'hippocampe et le néocortex à l'épicentre de la blessure, mais aucune cellule marquée n'a été détectée sur des sites distants, tels que le PFC, le cortex entorhinal, le prosencéphale basal ou le thalamus (Fig. 9 supplémentaire ). Ce résultat est presque identique aux rapports précédents dans ce modèle46. Nous n'avons pas non plus trouvé de différence dans la densité des neurones SST + dans le PFC huit semaines après le TBI (Fig. 10 supplémentaire; Données supplémentaires 1). Ces résultats sont compatibles avec la production d'une lésion cérébrale contusive très focale.

Pour générer des cartes du cerveau entier de l'entrée des interneurones SST dans le PFC, nous avons utilisé la même approche basée sur la rage à deux virus pour étiqueter les cellules starter bicolores et les neurones d'entrée marqués mCherry chez les souris SST-Cre (Fig. 5a, b ). Pour ces études, la PFC a été définie comme incluant les sous-régions suivantes basées sur un consensus tiré de la littérature :45 aire motrice secondaire (MOs), aires cingulaires antérieures dorsales et ventrales (ACAd et ACAv), aire prélimbique (PL), aire infralimbique ( ILA), cortex orbital médial, latéral et ventrolatéral (ORBm, ORBl et ORBvl). Les injections ont été faites dans l'hémisphère ipsilatéral (c'est-à-dire le côté lésé du cerveau). Nous avons découvert que 96,5 % des neurones marqués à la GFP étaient SST+ et qu'aucun neurone n'était marqué dans le cerveau après l'injection de l'assistant AAV8-hSyn-FLEX-TVA-P2A-eGFP-2A-oG et du virus RVΔG-mCherry à des animaux Cre- ( Fig. 11 supplémentaire). Chez les animaux témoins et les animaux lésés au cerveau, les cellules starter étaient presque exclusivement situées à l'intérieur du PFC (Fig. 5c-f). Les distributions régionales des cellules starter étaient similaires à ce qui avait été publié précédemment pour PFC47, et aucune différence n'a été détectée entre les groupes dans l'emplacement dorso-ventral des neurones starter (Fig. 5d; Données supplémentaires 6) ou la distribution des couches (Fig. 5e ), indiquant qu'il n'y avait pas de biais majeur dans l'emplacement des cellules de démarrage. Comme prévu, il y avait une corrélation entre le nombre de neurones d'entrée et de neurones starter, mais contrairement à l'hippocampe, le nombre de neurones starter n'était pas réduit chez les animaux cérébrolésés (témoin : n = 283,6 ± 69,5 cellules ; TBI : n = 178,8 ± 18,2 cellules, P = 0,2, test t bilatéral, n = 5 animaux par groupe ; Fig. 5g).

a Gauche : Cerveau entier nettoyé à l'aide d'iDISCO+ et étiqueté pour les neurones fournissant une entrée aux interneurones PFC SST (blanc). Droite : Coupe optique sagittale de 100 μm du même cerveau montrant des neurones d'entrée marqués par la rage au site d'injection. b Région encadrée illustrée en (a) étiquetée pour les cellules de démarrage (bleu) et les neurones d'entrée (rouge). c. Coupes coronales schématiques (100 μm) montrant des cellules starter individuelles enregistrées dans un espace d'atlas standardisé pour les témoins non blessés et les animaux blessés au cerveau. Chaque couleur correspond à un animal différent. Un point représente un neurone. n = 5 animaux par groupe. d Tracés gaussiens de densité cellulaire du noyau de la distribution dans l'ensemble du cerveau des neurones starter le long de l'axe dorso-ventral. L'ombrage gris représente la population regroupée avec des lignes individuelles représentant chaque animal. e Répartition régionale des cellules starter chez les témoins non blessés et chez les animaux cérébrolésés. f Proportion de cellules starter identifiées au sein du PFC (PL, ACAd, ACAv, MOs, ORBm, ORBvl, ILA). g Analyse de régression linéaire pour le nombre de cellules starter et de neurones d'entrée pré-synaptiques (n = 5 souris par groupe ; R2 = 0,95). Barres d'échelle, 1 mm (a et c), 500 μm (b). Une liste d'abréviations est fournie dans les données supplémentaires 2. Voir également les figures supplémentaires 9 à 12. Les données sources sont fournies sous forme de fichier de données source.

Ensuite, nous avons quantifié l'apport aux interneurones SST dans le PFC. Le traçage rétrograde du cerveau entier a révélé l'apport de 178 régions cérébrales distinctes (Fig. 6a, Figs. Supplémentaires 12, 13). La majorité des entrées a été détectée dans l'isocortex, en particulier dans l'hémisphère ipsilatéral, suivi du thalamus, de l'hippocampe et du pallidum. Ces résultats sont comparables aux précédents résultats de traçage rétrograde chez les animaux témoins47,48. Dans l'isocortex, les sous-régions PFC ont fourni l'apport le plus important ; la zone insulaire agranulaire et la zone de l'hippocampe CA1 ont également fourni une contribution importante. L'analyse de la probabilité d'entrée le long de l'axe AP a montré des augmentations significatives du pourcentage de neurones d'entrée entre 3,2 et 3,4 mm au niveau du PFC chez les animaux cérébrolésés (non blessés : 9,14 ± 1,14 %, TBI : 12,06 ± 1,41 %, P = 4,82E-03 ; ANOVA à mesures répétées bidirectionnelles avec test post hoc de Bonferroni ; données supplémentaires 7). Le long de l'axe médial-latéral (ML), nous avons détecté une proportion significativement plus élevée de neurones d'entrée entre 0,2 et 0,5 mm latéralement à la ligne médiane dans l'hémisphère ipsilatéral (5,9–6,0 mm, non blessé : 8,37 ± 1,38 %, TBI : 11,38 ± 1,69 %, P = 9,09E-07 ; 6,0–6,1 mm, non blessé : 10,20 ± 1,12 %, TBI : 13,35 ± 0,81 %, P = 2,08E-07 ; 6,1–6,2 mm, non blessé : 8,94 ± 0,61 %, TBI : 11,90 ± 1,24 %, P = 1,68E-06 ; ANOVA à mesures répétées bidirectionnelles avec le test post-hoc de Bonferroni ; Données supplémentaires 7), et une proportion significativement plus faible de neurones d'entrée a été trouvée entre 0,4 et 0,5 mm latéralement à la ligne médiane dans l'hémisphère controlatéral (5,2 à 5,3 mm, non blessé : 3,22 ± 0,34 %, TBI : 1,35 ± 0,32 %, P = 3,51E-02 ; ANOVA à mesures répétées bidirectionnelles avec le test post-hoc de Bonferroni ; Fig. 6b, Données supplémentaires 7). Il y avait une diminution significative du pourcentage global d'entrée controlatérale aux interneurones SST après TBI (Fig. 6c), similaire à ce que nous avons observé dans l'hippocampe. Cependant, aucune différence n'a été détectée dans la distance moyenne des neurones d'entrée au centroïde de la cellule starter (Fig. 6d) ou dans le pourcentage global de neurones d'entrée situés à l'extérieur du PFC ipsilatéral (Fig. 6e).

a Coupes coronales schématiques (100 μm) montrant les neurones d'entrée individuels enregistrés dans l'espace atlas standardisé pour les témoins non blessés (bleu) et les animaux blessés au cerveau (rouge). Un point représente un neurone. n = 5 animaux par groupe. b Tracés de densité cellulaire du noyau gaussien de la distribution dans l'ensemble du cerveau des neurones d'entrée le long de l'axe antérieur-postérieur (AP) et médial-latéral (ML). L'ombrage gris représente la population regroupée avec des lignes individuelles représentant chaque animal. Bregma, 5,3 mm; ligne médiane, 5,7 mm. c Proportion de neurones d'entrée trouvés dans l'hémisphère controlatéral. Non blessé : 14,00 ± 1,02 % ; TBI : 8,22 ± 0,98 % ; n = 5 souris par groupe ; **P = 3,41E-03 ; test t bilatéral. d Quantification de la distance euclidienne moyenne entre le centroïde de la cellule de démarrage et les positions des neurones d'entrée. n = 5 animaux par groupe. e Proportion de neurones d'entrée trouvés à l'extérieur du PFC ipsilatéral. n = 5 animaux par groupe. f Proportion de l'apport total provenant des régions cérébrales de haut niveau. ***P = 2,84E-06, indemne versus TBI (IsoCTX, controlatéral), ***P = 4,46E-10, indemne versus TBI (IsoCTX, ipsilatéral), ***P = 4,12E-05, indemne versus TBI (TH, ipsilatéral); n = 5 souris par groupe ; ANOVA à mesures répétées bidirectionnelles avec le test post hoc de Bonferroni. g Proportion de l'apport présynaptique total provenant des zones thalamiques. ***P = 1,16E-11, indemne versus TBI (ATN, ipsilatéral), *P = 4,46E-02, indemne versus TBI (VENT, ipsilatéral) ; n = 5 souris par groupe ; ANOVA à mesures répétées bidirectionnelles avec le test post hoc de Bonferroni. h Carte thermique montrant la proportion de neurones d'entrée identifiés dans toutes les régions cérébrales discrètes innervant le PFC. ***P = 1,00E-15, indemne versus TBI (ACAd, ipsilatéral), ***P = 1,00E-15, indemne versus TBI (ILA, ipsilatéral), ***P = 1,00E-15, indemne versus TBI (ORBm, ipsilatéral), *P = 1,25E-02, indemne versus TBI (ORBvl, ipsilatéral), ***P = 1,00E-15, indemne versus TBI (PL, ipsilatéral), ***P = 1,18E -04, indemne versus TBI (PL, controlatéral), ***P = 1,07E-05, indemne versus TBI (AM, ipsilatéral) ; n = 5 souris par groupe ; ANOVA à mesures répétées bidirectionnelles avec le test post-hoc de Bonferroni. Barres d'erreur, sem ; barre d'échelle, 1 mm. Une liste d'abréviations est fournie dans les données supplémentaires 2. Voir également les figures supplémentaires. 12 à 14, Données supplémentaires 7 à 9 et Films supplémentaires 3 et 4. Les données source sont fournies sous la forme d'un fichier de données source.

Les neurones d'entrée ont été initialement regroupés selon de grandes divisions fonctionnelles, à savoir l'isocortex, les zones olfactives, la formation hippocampique, la sous-plaque corticale, le striatum, le pallidum, le thalamus, l'hypothalamus, le mésencéphale et le cerveau postérieur. Chez les animaux blessés au cerveau, nous avons constaté que les interneurones SST dans le PFC recevaient un pourcentage significativement plus élevé d'entrée totale de l'isocortex ipsilatéral par rapport aux témoins, mais le pourcentage de neurones d'entrée dans l'isocortex controlatéral et le thalamus ipsilatéral étaient tous deux réduits (Fig. 6f; Supplémentaire Données 8). Dans le thalamus, les noyaux thalamiques antérieurs (ATN) et le groupe ventral du thalamus dorsal (VENT) ont montré une proportion significativement plus faible de neurones d'entrée après TBI (Fig. 6g). L'analyse du cerveau entier des neurones d'entrée dans toutes les zones cérébrales discrètes a révélé que six des sept zones avec une entrée modifiée après TBI se trouvaient dans l'isocortex (Fig. 6h). Notamment, toutes les régions PFC de l'hémisphère ipsilatéral n'avaient pas une proportion significativement plus élevée de neurones d'entrée; les entrées d'ACAd et d'ORBvl ont toutes deux été significativement réduites après TBI. La proportion d'entrée de PL controlatéral a également été réduite après TBI. Des résultats similaires ont été obtenus en analysant l'indice de convergence pour chaque animal (Fig. 14 supplémentaire; Données supplémentaires 9). Ce modèle de connectivité locale améliorée et d'entrée à longue portée réduite est similaire à ce que nous avons observé dans l'hippocampe blessé au cerveau, ce qui suggère que même dans les régions cérébrales très éloignées du site de la blessure, l'organisation topographique des neurones inhibiteurs est considérablement recâblée après un cerveau focal. blessure.

Les greffes de progéniteurs d'interneurones dérivés d'embryons permettent une restauration robuste de l'inhibition et sont thérapeutiques dans un large éventail de troubles cérébraux acquis, notamment l'épilepsie49, la maladie d'Alzheimer50 et le TBI51. Cependant, la base du circuit pour cette régénération est inconnue. Par conséquent, nous avons testé si les progéniteurs des interneurones sont capables d'établir des connexions locales et à longue portée appropriées dans un cerveau endommagé. À cette fin, nous avons récolté des progéniteurs GABA de l'éminence ganglionnaire médiale (MGE), l'origine du développement de presque tous les interneurones corticaux exprimant la SST6. Puis, 7 jours après TBI, nous avons transplanté 3 × 104 cellules MGE dans l'hippocampe ipsilatéral de souris C57BL/6 J à l'épicentre de la blessure. Cela correspond à la période de déafférentation maximale après TBI52. Nous avons d'abord examiné des greffons d'interneurones SST récoltés à partir de souris donneuses E13.5 SST-Cre croisées avec un rapporteur Ai6 pour permettre leur visualisation après transplantation. 35 jours après la transplantation (DAT), des interneurones transplantés ont été trouvés dans tous les sous-champs de l'hippocampe (n = 3 animaux) (Fig. 7a, b, Fig. 15 supplémentaire). La majorité des cellules marquées par Ai6 exprimaient SST (83 ± 2, 1%, Fig. 7c), confirmant l'expression sélective de Cre dans la population SST de cellules MGE transplantées.

a Gauche : section coronale de l'hippocampe dorsal cinq semaines après la transplantation marquée pour les interneurones transplantés exprimant Ai6 (jaune) et DAPI (bleu). Animal représentatif de n = 3 souris. Barre d'échelle, 1 mm. À droite : neurones exprimant Ai6 (jaunes) co-marqués pour la somatostatine (magenta). Barre d'échelle, 100 μm. b Répartition des interneurones SST transplantés 35 DAT, n = 3 souris. c Proportion de cellules exprimant Ai6 qui exprimaient la somatostatine, n = 3 souris. Barres d'erreur, sem Voir également Fig. 15 supplémentaire. Les données source sont fournies sous forme de fichier de données source.

Ensuite, nous avons effectué une cartographie du cerveau entier pour identifier les entrées locales et à longue portée des interneurones SST transplantés dans le cerveau lésé. Pour ces expériences, des cellules donneuses ont été obtenues à partir d'embryons SST-Cre+ qui ne contenaient pas le rapporteur Ai6. Les greffes ont été effectuées 7 jours après le TBI, des injections de virus ont été faites dans l'hippocampe à 8 semaines (AAV8-hSyn-FLEX-TVA-P2A-eGFP-2A-oG) et 11 semaines (RVΔG-mCherry) après la blessure, et les animaux ont été traités pour le nettoyage et l'analyse du cerveau 7 jours après la dernière injection de virus. Cette période correspond à un moment où la transplantation de MGE montre des effets thérapeutiques robustes sur la mémoire et les convulsions chez les animaux cérébrolésés51. Nous avons trouvé un nombre substantiel de neurones d'entrée dans le cerveau marqués par le virus de la rage (Fig. 8a-c). Notamment, les neurones d'entrée ont été identifiés dans 14 zones cérébrales distinctes, y compris toutes les régions de l'hippocampe, ENTm, ENTl, septum médial et NDB (Fig. 8c-f, Fig. 16 supplémentaire). La majorité des entrées provenaient de l'hippocampe, y compris des entrées robustes des zones CA3 et CA1. Ce modèle d'entrée locale était similaire à ce que nous avons observé chez les animaux blessés au cerveau qui n'ont pas reçu de greffes plutôt que chez les témoins (Fig. 17 supplémentaire). Pour déterminer si les entrées régionales covarient, nous avons calculé les coefficients de corrélation de Pearson pour chaque paire de régions d'entrée. Cela a montré une corrélation positive significative entre plusieurs régions d'entrée, y compris CA1, CA2, le noyau magnocellulaire (MA), le prosubiculum (ProS), le subiculum (SUB) et le cortex périrhinal (PERI), indiquant que lorsque les neurones transplantés reçoivent l'entrée d'une région, ils généralement reçu des entrées des autres régions corrélées (Fig. 8g). Ainsi, les interneurones SST transplantés ont reçu des schémas d'entrée orthotopiques, mais les cellules transplantées ont montré une entrée locale améliorée observée après TBI.

a Coupe optique sagittale de 100 μm du gyrus denté marqué pour les cellules transplantées (bleu) et les neurones d'entrée (orange). Flèches blanches, cellules de démarrage. h, hile ; gcl, couche de cellules granulaires ; ml, couche moléculaire. b Gauche : rendu du cerveau entier de l'ensemble de l'hémisphère ipsilatéral du même animal illustré en (a) étiqueté pour les neurones d'entrée (blanc). Le cercle en pointillé décrit la frontière de la blessure recouvrant l'hippocampe (HIP). Droite : Rendu du cerveau entier montrant les neurones d'entrée dans le noyau raphae central supérieur (CS), le septum médial (MS) et le noyau de la bande diagonale (NDB). Animal représentatif de n = 5 souris. c Coupes coronales schématiques (250 μm) montrant des cellules starter individuelles (rouge) et des neurones d'entrée (bleu) enregistrés dans l'espace atlas standardisé. Un point représente un neurone. n = 5 animaux. d Projections d'intensité maximale (100 μm) de neurones fournissant une entrée aux interneurones SST transplantés dans le cerveau blessé intact. Animaux représentatifs de n = 5 souris. e En haut : proportion de cellules starter transplantées trouvées dans chaque couche d'hippocampe. En bas : graphique à bulles des zones cérébrales contenant des neurones d'entrée marqués par la rage. f Graphique de densité cellulaire du noyau gaussien de la distribution dans l'ensemble du cerveau des neurones d'entrée le long de l'axe antérieur-postérieur. L'ombrage gris représente la population regroupée avec des lignes individuelles représentant chaque animal. g Matrice de corrélation de l'entrée aux interneurones SST transplantés. Taille et couleur, coefficient de corrélation. *P < 0,05, les valeurs P exactes sont fournies dans le fichier de données source ; corrélation de Pearson bilatérale. Barres d'échelle, 100 μm (a, g), 1 mm (b, c). Une liste d'abréviations est fournie dans les données supplémentaires 2. Voir également les Fig. 16 et 17 supplémentaires, données source et film supplémentaire 5. Les données source sont fournies sous forme de fichier de données source.

À l'aide d'un modèle murin de TBI focal, nous rapportons une évaluation systématique de la réorganisation des circuits à grande échelle dans un cerveau endommagé. Nous avons cartographié l'entrée à l'échelle du cerveau sur un seul type de cellule à haute pertinence thérapeutique, les interneurones SST, chez des témoins non blessés, après une lésion cérébrale et après une transplantation chez des animaux cérébrolésés. Nos données démontrent que les interneurones SST survivants acquièrent de nouvelles entrées locales après TBI, mais ils sont largement déconnectés des régions cérébrales distantes. Cela s'est produit dans deux zones cérébrales spatialement distinctes mais en interaction : le site de la blessure dans l'hippocampe et loin de la blessure dans le PFC, qui n'a pas été directement endommagé par le TBI. Notre observation de la réorganisation du circuit loin de la blessure était inattendue, car le PFC n'a pas été directement endommagé par le TBI et les résultats des expériences de coloration à l'argent suggèrent que les projections interhémisphères ne dégénèrent pas46. Ainsi, le recâblage du circuit post-traumatique n'est pas limité aux zones endommagées, mais se produit largement dans tout le cerveau en réponse à une lésion focale. Nous montrons en outre que la diminution des connexions à longue distance ne résultait pas de la perte de cellules dans des zones cérébrales éloignées ou d'une réduction générale des collatérales des axones se projetant dans l'hippocampe endommagé. Les interneurones SST transplantés se sont intégrés de manière robuste dans l'hippocampe lésé au cerveau et ont reçu une entrée d'hôte locale et à longue portée qui ressemblait aux connexions des interneurones nés dans le pays. Ceci est cohérent avec les précédentes études fonctionnelles ex vivo documentant un entraînement excitateur robuste sur des interneurones transplantés à partir du cerveau de l'hôte49,51,52, bien que la source de ces entrées était auparavant inconnue.

Le TBI produit des altérations structurelles et fonctionnelles majeures dans les circuits neuronaux, résultant de lésions cérébrales progressives et de réponses de neuroplasticité secondaires, qui se développent avec le temps53,54. Jusqu'à récemment, notre compréhension de la façon dont le TBI endommage le schéma de câblage du cerveau était limitée aux approches standard de neuroanatomie et d'électrophysiologie des tranches. Ces études montrent que les neurones principaux subissent une désafférentation initiale après un TBI, probablement en raison de la perte de neurones d'entrée53,54,55,56. Ceci est suivi d'une augmentation progressive du nombre de contacts synaptiques et de la formation de nouveaux circuits excitateurs dans les zones lésées du cerveau54,57,58,59,60,61,62. La commande excitatrice sur les interneurones hippocampiques SST, qui reçoivent normalement une entrée clairsemée des neurones principaux locaux, est également augmentée après une lésion cérébrale24. Cependant, les enregistrements de tranches sont limités à la résolution des connexions fonctionnelles de quelques neurones dans les circuits locaux, car ils sont chirurgicalement isolés de l'entrée afférente à longue portée. En cartographiant de manière exhaustive les entrées à l'échelle du cerveau des interneurones SST à résolution cellulaire, nous avons constaté une amélioration significative des neurones d'entrée locaux vers les interneurones SST hilaires après TBI, en accord avec les études antérieures d'électrophysiologie des tranches. Nous avons en outre identifié des sources d'entrée jusque-là inconnues dans les contrôles, telles qu'une voie de rétroprojection de CA1 aux interneurones SST hilaires qui est améliorée après TBI. Notamment, les interneurones CA1 sont également capables de se projeter sur le gyrus denté dans les modèles d'épilepsie du lobe temporal25, mais ces cellules innervent principalement les cellules granulaires.

Des études antérieures sur la connectivité fonctionnelle supposent que le TBI éloigne le cerveau d'une architecture de petit monde, définie comme des réseaux locaux densément connectés liés par une entrée à longue portée clairsemée qui relie des zones cérébrales discrètes63. Conformément à ce concept, la connectivité IRMf à l'état de repos interhémisphérique est réduite après TBI64, peut-être en raison d'une lésion axonale diffuse63, et il y a une augmentation temporaire de l'hyper-connectivité des réseaux locaux qui s'affaiblit généralement avec le temps65. Bien que ces méthodes soient utiles pour les hypothèses générales sur la connectivité cérébrale, elles sont incapables d'identifier une base structurelle précise pour le dysfonctionnement du circuit dans le TBI et sont probablement influencées de manière disproportionnée par les neurones excitateurs. Nos données de cartographie de circuit ne sont pas entièrement cohérentes avec cette idée au niveau du type de cellule. Dans l'hippocampe et le PFC, nous avons constaté que les sources les plus importantes d'entrée à longue distance des interneurones SST, y compris l'entrée de l'hémisphère controlatéral, étaient diminuées après le TBI focal, mais les connexions locales sont augmentées de manière chronique. Ainsi, le TBI peut améliorer de manière permanente la petite mondanité des circuits inhibiteurs en augmentant les connexions réseau locales et en rendant les entrées à longue portée plus rares. Cette idée est soutenue par des études sur la connectivité fonctionnelle humaine66.

Il y a des dommages évidents aux axones après CCI46, et cela affecte probablement l'entrée à longue distance dans l'hippocampe. Nous ne pouvons pas exclure la possibilité qu'une partie de la réorganisation structurelle que nous avons observée après TBI soit influencée par des dommages aux voies de la substance blanche. Cependant, les dommages aux axones ne peuvent à eux seuls expliquer pleinement les changements de circuit à longue portée que nous avons observés chez les animaux cérébrolésés. Dans l'hippocampe, nous avons trouvé une réduction d'environ 4 fois de l'apport à longue distance aux interneurones SST qui n'était pas accompagnée d'une perte de cellules dans des régions cérébrales éloignées ou de leurs projections dans l'hippocampe (par exemple, CHAT + afférences). Cela suggère que les régions d'entrée ne sont pas déconnectées des interneurones SST par une perte générale de neurones d'entrée ou une axotomie. Au lieu de cela, les entrées peuvent être ajoutées ou supprimées d'une manière spécifique au type de cellule. Il est possible que les afférences à longue portée soient sélectivement endommagées par la CCI mais restent par ailleurs intactes. Par exemple, il est bien connu que le TBI perturbe les mécanismes de transport axonal67, ce qui pourrait affecter de manière disproportionnée le transport rétrograde de la rage dans les neurones d'entrée pré-synaptiques à longue portée. Cependant, notre découverte selon laquelle les interneurones transplantés sont capables d'établir des connexions à longue distance suggère que le potentiel de régénération de ces apports diminués a été conservé chez tous les animaux cérébrolésés. Nous avons constaté des augmentations similaires de l'apport local et des diminutions de l'apport à longue distance aux interneurones SST dans le PFC. Contrairement à l'hippocampe, ces saillies ne sont pas directement endommagées et ne dégénèrent pas après CCI46. Le thalamus antéromédial, qui était la seule zone thalamique avec des neurones d'entrée altérés après TBI, présente un intérêt particulier. Le thalamus antérieur (ATN, composé des subdivisions antéromédiale, antéroventrale et antérodorsale) fournit un circuit sous-cortical soutenant la mémoire et la navigation spatiale68, des comportements qui sont profondément affectés dans les modèles de rongeurs de TBI. Il est possible qu'une activité excessive dans l'hippocampe endommagé puisse entraîner des modifications en aval du PFC (par exemple, via le circuit hippocampe-ATN-PFC). Alternativement, les crises sont bien documentées dans ce modèle de blessure et pourraient conduire à une réorganisation des circuits dans tout le cerveau. Néanmoins, nos résultats suggèrent que le TBI focal conduit à un remappage généralisé des entrées des interneurones SST dans le cerveau, qu'il y ait eu blessure directe ou perte de cellules.

Avec beaucoup moins de neurones inhibiteurs dans l'hippocampe endommagé, le TBI impose des exigences extraordinaires aux interneurones survivants. Il existe trois caractéristiques physiologiques des interneurones SST qui pourraient expliquer pourquoi une perte d'entrée à longue portée pourrait refléter une réponse compensatoire aux dommages. Premièrement, les interneurones SST reçoivent une entrée synaptique excitatrice fortement facilitante et ont d'autres propriétés membranaires qui permettent à ces cellules d'être activées par une rafale à haute fréquence d'un seul neurone pré-synaptique. Dans l'hippocampe, l'obtention de l'apport des neurones principaux locaux et la perte de l'apport ENTm peuvent aider à stabiliser l'activité du réseau local après TBI71. Deuxièmement, la dépolarisation à médiation muscarinique peut produire un pic prolongé dans les interneurones SST72. Compte tenu des riches innervations locales après TBI, la perte d'entrée CHAT du cerveau antérieur basal pourrait refléter une stratégie visant à équilibrer la commande excitatrice de ce type de cellule important dans le cerveau blessé. Troisièmement, même un seul interneurone ciblant les dendrites peut contrôler la génération de pics dans les principaux neurones corticaux7. Ainsi, un passage de l'action directe à l'inhibition de la rétroaction aux dendrites - par la perte d'entrée à longue portée et des rétroprojections locales améliorées - peut refléter une stratégie potentielle pour activer l'intégration d'entrée et maintenir l'activation clairsemée des cellules granulaires dentées qui permet la mémoire et prévient les convulsions73,74. Alternativement, une entrée locale accrue peut synchroniser les interneurones SST, soutenir les modèles d'activité pathologique ou entraver la coordination entre les zones cérébrales discrètes. D'autres travaux combinant la neurophysiologie in vivo avec la manipulation sélective des types de cellules hippocampiques seront nécessaires pour clarifier ces possibilités.

La capacité des interneurones SST transplantés à s'incorporer structurellement dans l'hippocampe endommagé était frappante étant donné la réorganisation spectaculaire des circuits inhibiteurs à travers le cerveau blessé. Bien que la connectivité des cellules hôte-donneur ait été largement documentée75,76, l'apport anatomique précis aux types de neurones individuels ne l'a pas été. La spécificité de type cellulaire est une considération importante, en particulier pour comprendre la base du circuit de la maladie. Malgré une plasticité réactive massive dans le cerveau endommagé, nous avons constaté que les interneurones transplantés reçoivent une entrée hautement orthotopique spécifique au type de cellule plutôt qu'à la région. Nous proposons que les effets bénéfiques de la transplantation d'interneurones observés dans divers modèles de maladies précliniques sont motivés par l'intégration précise des précurseurs d'interneurones dans les circuits cérébraux de l'hôte. Ce point de vue est étayé par un grand nombre de preuves rapportant que la structure générale et la fonction des interneurones transplantés ressemblent étroitement à leurs homologues nés dans le pays49, 51, 52, 77, 78, 79 ainsi que la récente inactivation DREADD et la perte de fonction VGAT études démontrant que les effets thérapeutiques sont liés à l'intégration électrophysiologique des interneurones transplantés51,80. Un autre point de vue suggère que les précurseurs des interneurones ne forment que de faibles contacts avec le cerveau de l'hôte81 et agissent indirectement en libérant des facteurs de rajeunissement qui modifient les circuits cérébraux de l'hôte82. Pourtant, des études électrophysiologiques détaillées rapportent systématiquement de fortes connexions synaptiques51,52,83,84 et des preuves directes d'un circuit de rajeunissement restent à identifier. Dans la présente étude, nous n'avons pas pu tester directement les connexions synaptiques entre les interneurones transplantés, car il n'a pas été possible de distinguer les cellules starter des neurones SST marqués par l'AAV qui ont reçu la rage par transport rétrograde. Cependant, la grande majorité des neurones d'entrée locaux étaient des neurones principaux putatifs, et non des neurones inhibiteurs (basés sur la morphologie et l'emplacement laminaire). Ceci est cohérent avec une littérature solide sur la transplantation MGE utilisant l'analyse ultrastructurale EM, la neuroanatomie et l'électrophysiologie patch-clamp qui démontre que la plupart des connexions synaptiques sont avec les principales cellules du cerveau hôte.

Le schéma de recâblage du circuit synaptique après TBI est complexe. Nos résultats suggèrent que les lésions cérébrales focales réorganisent les circuits inhibiteurs à l'échelle mondiale. Nous nous attendons à ce que cette approche expérimentale serve de cadre utile pour l'examen des analyses du cerveau entier du dysfonctionnement du réseau dans le TBI et des troubles cérébraux connexes.

Toutes les procédures animales ont été effectuées sous l'approbation du Comité institutionnel de protection et d'utilisation des animaux (IACUC) par les ressources animales de laboratoire de l'Université de Californie à Irvine et ont adhéré aux directives des National Institutes of Health pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire. Des expériences ont été réalisées sur des souris adultes des deux sexes maintenues dans des conditions de logement standard sur un cycle lumière / obscurité de 12 h avec de la nourriture et de l'eau fournies à volonté. Pour les quantifications de cellules SST, nous avons utilisé des souris GIN maintenues sur un fond FVB (Jax Stock No: 003718). Pour le traçage des circuits de la rage, nous avons utilisé des souris Sst-IRES-Cre maintenues sur un fond C57BL/6 J (Jax Stock No : 018973). Nous avons utilisé des souris C57BL/6 J (Jax Stock No : 000664) pour des expériences fluoro-jade C. Pour les transplantations cellulaires, du tissu donneur embryonnaire a été produit en croisant des souris Sst-IRES-Cre J avec des souris C57BL/6 J (Jax Stock No : 000664) ou des souris reporter Ai6-ZsGreen (Jax Stock No : 007906) ; les souris hôtes étaient des souris C57BL/6 J (Jax Stock No : 000664).

Des expériences ont été réalisées sur des compagnons de portée mâles et femelles entre P55 et P139. Après le sevrage, les animaux ont été codés et répartis au hasard dans des groupes de traitement non blessés (témoins naïfs), TBI ou MGE injectés. Des souris atteintes de lésions cérébrales et des témoins du même âge ont été logés ensemble (2 à 5 animaux par cage) dans un environnement de température (21 à 22 °C), d'humidité (40 à 51 %) et de lumière (12 h cycle lumière/obscurité). ) vivarium contrôlé. L'ordre de blessure, d'injection de virus et de transplantation de cellules a également été randomisé. La mise en aveugle n'a pas été possible en raison de la présence d'une blessure dans le groupe de traitement TBI. Les expériences d'immunocoloration CHAT ont été reproduites à l'aide d'une cohorte distincte et indépendante d'animaux témoins et d'animaux atteints de lésions cérébrales. Aucune autre étude de réplication n'a été réalisée.

Une lésion CCI a été réalisée sur des souris adultes mâles et femelles à P5518. En bref, les souris ont été anesthésiées par inhalation d'isoflurane à 2 % et placées dans un cadre stéréotaxique personnalisé. Le crâne a été exposé par incision médiane et une craniotomie de 4 à 5 mm a été pratiquée à environ 1 mm latéralement à la suture sagittale et centrée entre le bregma et la lambda. La calotte crânienne a été retirée sans endommager la dure-mère sous-jacente. Le dispositif de contusion consistait en un impacteur pneumatique commandé par ordinateur équipé d'une pointe biseautée en acier inoxydable de 3 mm de diamètre (Precision Systems and Instrumentation; TBI-0310). Une lésion cérébrale a été délivrée à l'aide de cet appareil pour comprimer le cortex à une profondeur de 1,0 mm à une vitesse de 3,5 m s−1 et une durée de 500 ms. L'incision a été suturée sans remplacer la calotte crânienne, et l'animal a été autorisé à récupérer sur un coussin chauffant. Une évaluation qualitative de la santé postopératoire a été effectuée quotidiennement pendant 7 jours après le TBI et périodiquement par la suite. Tous les animaux qui ont subi une intervention chirurgicale ont été traités avec du chlorhydrate de buprénorphine (Buprenex; 0,05 mg/kg, administré par voie ip) au moment de l'intervention chirurgicale et 24 h plus tard. Toutes les souris atteintes de lésions cérébrales ont survécu et sont restées autrement en bonne santé jusqu'au jour de l'expérimentation.

AAV8-hSyn-FLEX-TVA-P2A-GFP-2A-oG avec un titre de 1,2 × 1013 copies de génome/mL a été obtenu auprès du GT3 Core Facility du Salk Institute et dilué à un titre de 2,4 × 1011 copies de génome/mL dans stérile à 0,9 % de NaCl avant utilisation, pour éviter toute altération des performances de traçage86. RVΔG-mCherry a été produit comme décrit précédemment87 avec un titre de 5 × 109 unités infectieuses/mL. Le virus a été chargé à l'avant dans des micropipettes en verre biseautées (diamètre de pointe de 40 μm, Wiretol 5 μl, Drummond Scientific) et injecté dans le cerveau de souris adultes non blessées témoins et de souris atteintes de lésions cérébrales à un débit de 15 nL min-1 et l'aiguille a été laissé en place pendant 5 minutes avant la rétraction. Les coordonnées cibles ont d'abord été vérifiées dans une série d'études d'injection préliminaires chez des souris témoins et des souris blessées au cerveau pour déterminer les emplacements cibles idéaux (par exemple, le hile) et le titre et le volume de virus qui pourraient être livrés dans le hile ou le PFC sans fuite dans les régions voisines. Des injections d'AAV (200 nL) ont été faites dans le hile du gyrus denté aux coordonnées stéréotaxiques suivantes : antéro-postérieur (AP) -2, 0 mm, médial-latéral (ML) 1, 30 mm, dorso-ventral (DV) - 1, 9 mm. Dans une cohorte distincte d'animaux, des injections ont été faites dans le cortex prélimbique : AP 1,8 mm, ML 0,35 mm et DV -1,4 mm. RVΔG-mCherry (100nL) a été injecté 3 semaines plus tard au même endroit.

Les souris ont été perfusées par voie transcardiaque avec du PBS 0,1 M contenant 1 µL/mL de 10 mg/mL d'héparine sodique (Serva cat n° 24590.01) suivi de 4 % de PFA dans du PBS 0,1 M. Les échantillons ont été postfixés pendant une nuit dans du PFA à 4 % dans du PBS 0,1 M. Les étapes suivantes ont été réalisées dans des tubes à centrifuger de 5 ml (Eppendorf cat. n° 0030119401) avec 0,01 % d'azide de sodium ajouté à chaque solution. Tout d'abord, les échantillons ont été décolorés dans 10 % de 3-[(3-Cholamidopropyl)dimethylammonio]-1-propanesulfonate (CHAPS, Anatrace cat. no. C316S) et 25 % de N-methyl diethanolamine (MDEA, Alfa-Aesar cat. no. L15712 ) dans du PBS 0,1 M pendant 48 h à 37 °C avec nutation. Les échantillons ont ensuite été lavés dans du PBS 0,1 M pendant 24 h, déshydratés dans un gradient méthanol/eau (20 %, 40 %, 60 %, 80 %, 100 %, 100 %) pendant 1 h chacun et délipidés dans du DCM 2:1 : MeOH pendant la nuit. Le lendemain, les échantillons ont été lavés deux fois dans du MeOH à 100 % pendant 4 heures pour éliminer le DCM:MeOH et blanchis dans du H2O2 à 5 % dans du MeOH à 80 % pendant une nuit à 4 °C sans agitation. Les échantillons ont ensuite été réhydratés dans 60 % MeOH, 40 % MeOH, 20 % MeOH, 0,1 M PBS et PTx.2 pendant 1 h, incubés dans 4 M de chlorhydrate de guanidine (Alfa-Aesar cat. No. A13543-30) et 1 % CHAPS dans du PBS 0,1 M pendant 24 h et lavé pendant une nuit dans du PBS 0,1 M avec trois changements de solution. Ensuite, les échantillons ont été perméabilisés dans 10 % CHAPS/25 % MDEA dans 0,1 M PBS pendant une nuit à 37 °C avec nutation, incubés dans 3 % NDS/10 % DMSO dans PTx.2 avec nutation à 37 °C pendant la nuit. Des incubations d'anticorps primaires ont été réalisées dans du PBS 0,1 M hépariné contenant 0,2 % de Tween-20 (PTwH) contenant 0,25 % de CHAPS, 3 % de NDS et des anticorps de lapin anti-DsRed (1:1000) et de poulet anti-GFP (1:1000) pendant 7 jours à 37 °C avec nutation. Les échantillons ont ensuite été lavés dans du PTwH pendant une nuit sur un agitateur orbital (115 tr/min) à température ambiante avec cinq changements de solution. Le diluant d'anticorps secondaire a été préparé dans du PTwH contenant 0,25 % de CHAPS, âne anti-lapin 546 (1:1000) et chèvre antipoulet 647 (1:1000), seringue filtrée à 0,2 μm et incubée pendant 7 jours à 37 °C avec nutation avant lavage. dans PTwH pendant la nuit avec cinq changements de solution et agitation à température ambiante. Le lendemain, les échantillons ont été déshydratés dans des gradients méthanol/eau croissants (20 %, 40 %, 60 %, 80 %, 100 % pendant 1 h chacun) et laissés reposer dans du MeOH à 100 % pendant une nuit à 4 °C. Les échantillons ont ensuite été lavés dans du DCM/MeOH 2:1 pendant 3 heures, suivis de deux lavages au DCM à 100 % pendant 15 minutes chacun et clarifiés dans de l'éther dibenzylique (DBE) pendant une nuit à 4 °C. Le DBE a été changé quatre fois supplémentaires avant l'imagerie pour l'appariement de l'indice de réfraction. Un protocole étape par étape pour l'immunomarquage du cerveau entier peut être trouvé à : https://github.com/roberthuntlab/clearedbrainanalysis.

Les échantillons effacés ont été montés dans un porte-échantillon imprimé en 3D dans une chambre d'imagerie sur mesure avec le même lot de solution DBE utilisée pour l'appariement de l'indice de réfraction et imagés à l'aide d'un microscope à feuille de lumière Zeiss Z1 avec le logiciel Zeiss Zen. Les échantillons ont été imagés dans l'orientation sagittale avec un éclairage unilatéral à l'aide d'un objectif d'éclairage x5/0,1 et d'un objectif de détection x5/0,16 à une résolution de 0,91 μm/pixel avec une taille de pas de 4,97 μm. Les neurones d'entrée marqués mCherry ont été imagés à l'aide d'un laser de 561 nm couplé à un filtre BP de 575 à 625 nm. Les canaux GFP et auto-fluorescence ont été acquis simultanément avec des lignes laser 488 nm et 638 nm couplées à des filtres BP 505–545 nm et LP 660 nm. La puissance laser a été réglée à 40 % d'intensité pour toutes les lignes laser avec une exposition de 200 ms. Le chevauchement des tuiles a été fixé à 8 %.

Les données brutes (.czi) ont été converties au format hiérarchique (.ims) à l'aide d'Imaris File Converter 9.1 (Bitplane). Les données du canal 561 nm ont été sous-échantillonnées par un facteur de deux dans chaque dimension et exportées sous forme de tableaux numpy (.npy) à l'aide de scripts Python personnalisés. Les carreaux individuels ont été cousus de manière non rigide à l'aide de WobblyStitcher88. Les tableaux cousus ont été exportés en tant que séries .tif avec une valeur de soustraction de fond déterminée pour chaque animal. Les positions des cellules individuelles ont été annotées manuellement à l'aide de cellfinder33. Les piles d'images ont été sous-échantillonnées à une résolution de 10 μm et enregistrées dans l'Allen Reference Atlas89 à l'aide de brainreg, un port Python d'aMAP90. Les limites de l'Atlas ont été suréchantillonnées par rapport à l'image haute résolution d'origine dans l'image J, et les plans d'image contenant des cellules ont été inspectés pour en vérifier la précision. Pour corriger l'erreur d'enregistrement du cerveau entier, des paires de points de correspondance ont été marquées manuellement là où les limites de l'atlas divergeaient des repères anatomiques. La longueur moyenne du vecteur a été calculée et les positions des cellules annotées ont été transformées linéairement en fonction de la longueur du vecteur de point de correspondance. Les schémas de la position anatomique des cellules starter et des neurones d'entrée ont été tracés à l'aide de brainrender32. Des plaques d'atlas coronales ont été rendues à des positions sélectionnées le long de l'axe antérieur/postérieur et des positions de cellules individuelles ± 125 μm (tracé d'hippocampe) ou ± 50 μm (tracé PFC) par rapport à la plaque d'atlas sélectionnée.

Les positions des cellules enregistrées pour chaque animal ont été résumées à l'aide de cellfinder33. Les numérations cellulaires ont été combinées pour les structures corticales laminées. Les numérations cellulaires ipsilatérales et controlatérales ont été analysées comme des régions distinctes. Chez un témoin non blessé (injection dans l'hippocampe), un petit nombre de cellules marquées par la rage ont été trouvées près de la voie d'injection dans le néocortex sus-jacent. Ces cellules ont été exclues de l'analyse car elles ont été marquées par l'injection à l'aiguille, et non par la propagation trans-synaptique du virus. Chaque zone cérébrale individuelle utilisée pour la quantification et leur abréviation dans l'atlas Allen CCF sont fournies dans les données supplémentaires 2. Pour le calcul de la distance euclidienne, le centrioïde de la cellule de démarrage a été calculé en faisant la moyenne des coordonnées de l'atlas de chaque cellule de démarrage enregistrée et en arrondissant le résultat au plus proche. entier. La distance euclidienne tridimensionnelle a été calculée entre le centriode de la cellule de démarrage et chaque position de neurone d'entrée pré-synaptique à l'aide de la formule suivante :

où (x2, y2, z2) représente AP, ML et DV du centriode de la cellule de démarrage, (x1, y1, z1) représente AP, ML et DV de chaque position de cellule pré-synaptique enregistrée et d représente la longueur de la distance calculée vecteur. Pour l'analyse des distances AP et DV, les comptages de cellules ont été regroupés à des intervalles de 200 μm et normalisés au nombre total de cellules pour chaque animal. Pour l'analyse de la distance ML, le nombre de cellules a été regroupé à 100 μm pour produire un nombre pair de bacs pour chaque hémisphère. Les estimations de la densité du noyau gaussien ont été calculées à l'aide du script python Seaborn et la bande passante a été fixée à 0,5.

Les échantillons clarifiés ont été retirés du DBE et lavés dans du DCM deux fois pendant 15 min, suivis d'une incubation d'une nuit dans du DCM/MeOH 2:1. Les échantillons ont ensuite été réhydratés dans 100 %, 80 %, 60 %, 40 %, 20 % MeOH/eau et 0,1 M PBS pendant 1 h chacun sur un agitateur orbital (115 tr/min) à température ambiante. Des sections de vibratome flottantes (50 μm) ont été coupées à l'aide d'un vibratome à température ambiante dans du PBS 0, 1 M contenant 0, 05% de Triton-X. Un protocole étape par étape pour la compensation inverse peut être trouvé à : https://github.com/roberthuntlab/clearedbrainanalysis.

Les souris ont été perfusées par voie transcardiaque avec 4 % de paraformaldéhyde (v/v) et des sections de vibratome flottantes (50 μm) ont été traitées à l'aide de procédures d'immunocoloration standard51. Les anticorps primaires étaient les suivants : protéine fluorescente anti-verte de poulet (GFP ; 1 : 1 000 ; Aves, n° de cat. GFP1020), anti-mCherry de poulet (1 : 1 000 ; Abcam, n° de cat. ab205402), anti-choline acétyltransférase de chèvre ( CHAT ; 1:500 ; Millipore, n° cat. AB144P), anti-reelin de souris (1:500 ; Millipore, n° cat. MAB5364, clone G10), anti-DsRed de lapin (1:1000 ; Clontech, n° cat. 632496) , lapin anti-somatostatine (SST ; 1:200 ; Santa Cruz, cat no. SC-7819) et lapin anti-WFS1 (1:1000 ; Protein Tech, cat no. 11558-1-AP). Tous les anticorps ont déjà été utilisés pour l'analyse d'immunocoloration dans le cerveau. Pour les anticorps secondaires (1:1000, Life Technologies), nous avons utilisé l'anticorps de chèvre conjugué à l'Alexa 488 contre l'IgG de poulet (n° cat. A11039), l'anticorps de chèvre contre l'IgG de souris (n° cat. A11029), l'anticorps d'âne contre l'IgG de chèvre ( n° de catalogue A11055); Anticorps de chèvre conjugué Alexa 546 anti-IgG de lapin (n° cat. A11035), anticorps d'âne anti-IgG de lapin (n° cat. A10040), anticorps Alexa 594 d'âne anti-IgG de chèvre (n° cat. A11058) et conjugué Alexa 647 anticorps de chèvre anti-IgG de poulet (n° cat. A32933). Les coupes ont ensuite été montées sur des lames chargées (Superfrost plus, Fisher Scientific) avec du Fluoromount-G contenant du DAPI. Les images confocales ont été obtenues avec un microscope à balayage laser Olympus FV3000. Les images épifluorescentes ont été obtenues à l'aide d'un microscope Leica DM6 avec le logiciel Leica LAS X. La luminosité et le contraste ont été ajustés manuellement à l'aide de l'image J, selon les besoins.

Des coupes marquées par fluorescence (50 μm) ont été imagées à l'aide d'un microscope Leica DM6 avec un objectif × 10 ou × 20 ou d'un microscope confocal Olympus FV3000 avec un objectif × 20 ou × 40 et comptées à l'aide de FIJI (ImageJ) 51. Toutes les cellules qui exprimaient un marqueur fluorescent ont été comptées dans chaque sixième section à travers tout le cerveau (c'est-à-dire à 300 μm d'intervalle). Toutes les coupes contenant des cellules marquées ont été analysées par animal et les valeurs moyennées pour obtenir une densité cellulaire moyenne (cellules/mm2).

Les souris ont été perfusées par voie transcardiaque avec 4 % de paraformaldéhyde (v/v) et des sections de vibratome flottantes (50 μm) ont été traitées pour la coloration au fluoro-jade C conformément aux instructions du fabricant91. En bref, des coupes de cerveau ont été séchées sur des lames recouvertes de gélatine pendant 30 min à 50 °C. Les lames ont été immergées dans du NaOH à 1 % dans de l'éthanol à 80 % pendant 5 min, de l'éthanol à 70 % pendant 2 min, du dH2O pendant 2 min, du permanganate de potassium à 0,06 % pendant 10 min, du dH2O pendant 2 min, du fluoro-jade C à 0,00015 % (Histo-Chem Inc., chat n° 1FJC) et 0,0001 % de DAPI dans de l'acide acétique à 0,1 % pendant 10 min, suivis de trois lavages dans dH2O pendant 1 min chacun. Les lames ont ensuite été séchées à 50 ° C pendant 5 minutes et clarifiées dans des xylènes avant de recouvrir avec du milieu de montage Eukitt (Sigma, cat. No 03989).

Les couches ventriculaires et sous-ventriculaires du MGE ont été récoltées à partir d'embryons E13.5. Le moment auquel le bouchon de sperme a été détecté a été considéré comme E0,5. Les explants embryonnaires de MGE ont été disséqués dans du milieu Leibovitz L-15, dissociés mécaniquement par pipetage répété dans du milieu L-15 et concentrés par centrifugation (3 min à 600 × g). Des suspensions cellulaires concentrées ont été chargées à l'avant dans des micropipettes en verre biseautées (diamètre de la pointe de 50 μm, Wiretol 5 μl, Drummond Scientific) et injectées (3 × 104 cellules par injection) dans l'hippocampe de souris adultes atteintes de lésions cérébrales 7 jours après la lésion CCI. Des injections de cellules ont été faites dans le stratum radiatum du sous-champ CA3 aux coordonnées stéréotaxiques suivantes : AP -2,0 mm, ML 2,45 mm, DV -1,8 mm.

Tous les tests statistiques ont été effectués avec Graphpad Prism 9, R et Microsoft Excel. La taille des échantillons était basée sur des publications antérieures38,47,92. Pour les analyses quantitatives du cerveau entier, le nombre de neurones d'entrée dans chaque zone cérébrale distincte a été normalisé au nombre total de neurones d'entrée détectés dans l'ensemble du cerveau (% d'entrée) ou au nombre total de cellules starter (indice de convergence). Les données ont été comparées par un test t de Student bilatéral, une ANOVA unidirectionnelle suivie d'un test post hoc de Tukey pour les comparaisons multiples, une ANOVA bidirectionnelle suivie d'un test post hoc de Tukey pour les comparaisons multiples, une ANOVA à mesures répétées bidirectionnelle suivie par un test post hoc de Bonferroni, une analyse du chi carré ou un test exact de Fisher. L'analyse UMAP et la corrélation de Pearson ont été calculées dans R. Les données sont exprimées en moyenne ± SEM, n = animaux sauf indication contraire et la signification a été fixée à P < 0,05. Pour une liste complète des tests statistiques et des résultats, voir les données supplémentaires 1 à 9 et les données sources.

De plus amples informations sur la conception de la recherche sont disponibles dans le résumé des rapports de recherche sur la nature lié à cet article.

Toutes les données générées dans cette étude sont fournies dans le fichier Informations supplémentaires et données sources. Les données sources sont fournies avec ce document.

Des scripts Python personnalisés sont disponibles sur : https://github.com/roberthuntlab/clearedbrainanalysis.

Klausberger, T. & Somogyi, P. Diversité neuronale et dynamique temporelle : l'unité des opérations du circuit hippocampique. Sciences 321, 53-57 (2008).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kepecs, A. & Fishell, G. Les types de cellules interneurones sont aptes à fonctionner. Nature 505, 318-326 (2014).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Tremblay, R., Lee, S. & Rudy, B. Interneurones GABAergiques dans le néocortex : des propriétés cellulaires aux circuits. Neurone 91, 260-292 (2016).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Freund, TF & Buzsáki, G. Interneurones de l'hippocampe. Hippocampe 6, 347–470 (1996).

3.0.CO;2-I" data-track-action="article reference" href="https://doi.org/10.1002%2F%28SICI%291098-1063%281996%296%3A4%3C347%3A%3AAID-HIPO1%3E3.0.CO%3B2-I" aria-label="Article reference 4" data-doi="10.1002/(SICI)1098-1063(1996)6:43.0.CO;2-I">Article CAS PubMed Google Scholar

Ascoli, GA et al. Terminologie Petilla : nomenclature des caractéristiques des interneurones GABAergiques du cortex cérébral. Nat. Rév. Neurosci. 9, 557–568 (2008).

Article CAS PubMed Google Scholar

Pelkey, KA et al. Interneurones inhibiteurs GABAergiques de l'hippocampe. Physiol. Rév. 97, 1619–1747 (2017).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Larkum, ME, Zhu, JJ & Sakmann, B. Un nouveau mécanisme cellulaire pour coupler les entrées arrivant à différentes couches corticales. Nature 398, 338–341 (1999).

Article ADS CAS PubMed Google Scholar

Spruston, N. Neurones pyramidaux : structure dendritique et intégration synaptique. Nat. Rév. Neurosci. 9, 206-221 (2008).

Article CAS PubMed Google Scholar

Royer, S. et al. Contrôle du timing, du taux et des rafales de cellules de lieu hippocampique par inhibition dendritique et somatique. Nat. Neurosci. 15, 769–775 (2012).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Lovett-Barron, M. et al. L'inhibition dendritique dans l'hippocampe favorise l'apprentissage de la peur. Sciences 343, 857–863 (2014).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Stefanelli, T., Bertollini, C., Lüscher, C., Muller, D. & Mendez, P. Hippocampal Somatostatin Interneurones Control the Size of Neuronal Memory Ensembles. Neurone 89, 1074-1085 (2016).

Article CAS PubMed Google Scholar

Cummings, KA & Clem, RL Les interneurones de la somatostatine préfrontale codent la mémoire de la peur. Nat. Neurosci. 23, 61–74 (2020).

Article CAS PubMed Google Scholar

Udakis, M., Pedrosa, V., Chamberlain, SEL, Clopath, C. & Mellor, JR La plasticité spécifique des interneurones au niveau des synapses inhibitrices de la parvalbumine et de la somatostatine sur les neurones pyramidaux CA1 façonne la sortie de l'hippocampe. Nat. Commun. 11, 4395 (2020).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Morales, C. et al. Les cellules de somatostatine du gyrus denté sont nécessaires pour la discrimination contextuelle lors de l'encodage de la mémoire épisodique. Cerb. Cortex 31, 1046–1059 (2021).

Article PubMed Google Scholar

Lowenstein, DH, Thomas, MJ, Smith, DH & McIntosh, TK Vulnérabilité sélective des neurones hilaires dentés suite à une lésion cérébrale traumatique : un lien mécaniste potentiel entre un traumatisme crânien et des troubles de l'hippocampe. J. Neurosci. 12, 4846–4853 (1992).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Cantu, D. et al. Une lésion cérébrale traumatique augmente l'activité du réseau cortical du glutamate en compromettant le contrôle GABAergique. Cerb. Cortex 25, 2306–2320 (2015).

Article PubMed Google Scholar

Butler, CR, Boychuk, JA & Smith, BN Effets différentiels du traitement à la rapamycine sur l'inhibition GABAergique tonique et phasique dans les cellules granulaires dentées après une lésion cérébrale focale chez la souris. Exp. Neurol. 280, 30-40 (2016).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Frankowski, JC, Kim, YJ & Hunt, RF Vulnérabilité sélective des interneurones de l'hippocampe aux lésions cérébrales traumatiques graduées. Neurobiol. Dis. 129, 208-216 (2016).

Article Google Scholar

Xu, Y., Zhao, M., Han, Y. & Zhang, H. Déficits interneurones inhibiteurs GABAergiques dans la maladie d'Alzheimer : implications pour le traitement. Devant. Neurosci. 14, 660 (2020).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

de Lanerolle, NC, Kim, JH, Robbins, RJ & Spencer, DD Perte et plasticité des interneurones de l'hippocampe dans l'épilepsie du lobe temporal humain. Cerveau Res. 495, 387–395 (1989).

Article PubMed Google Scholar

Beal, MF, Mazurek, MF, Svendsen, CN, Bird, ED et Martin, JB Réduction généralisée de l'immunoréactivité de type somatostatine dans le cortex cérébral dans la maladie d'Alzheimer. Anne. Neurol. 20, 489–495 (1986).

Article CAS PubMed Google Scholar

Zhang, W. et al. Les interneurones de la somatostatine hilaire survivants s'élargissent, poussent des axones et forment de nouvelles synapses avec des cellules granulaires dans un modèle murin d'épilepsie du lobe temporal. J. Neurosci. 29, 14247–14256 (2009).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Halabisky, B., Parada, I., Buckmaster, PS et Prince, DA L'entrée excitatrice sur les interneurones hilaires de la somatostatine est augmentée dans un modèle chronique d'épilepsie. J. Neurophysiol. 104, 2214-2223 (2010).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Hunt, RF, Scheff, SW & Smith, BN Réorganisation synaptique des circuits inhibiteurs des interneurones hilaires après une lésion cérébrale traumatique chez la souris. J. Neurosci. 31, 6880–6890 (2011).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Peng, Z. et al. Un circuit GABAergique réorganisé dans un modèle d'épilepsie : preuves du marquage optogénétique et de la stimulation des interneurones de la somatostatine. J. Neurosci. 33, 14392–14405 (2013).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Jin, J. & Maren, S. Interactions préfrontales-hippocampiques dans la mémoire et l'émotion. Devant. Syst. Neurosci. 9, 170 (2015).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Oliva, AA, Jiang, M., Lam, T., Smith, KL et Swann, JW Nouveaux sous-types d'interneuronaux hippocampiques identifiés à l'aide de souris transgéniques qui expriment la protéine fluorescente verte dans les interneurones GABAergiques. J. Neurosci. 20, 3354–3368 (2000).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Ueda, HR et al. Profilage du cerveau entier des cellules et des circuits chez les mammifères par compensation tissulaire et microscopie à feuille de lumière. Neurone 106, 369–387 (2020).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Renier, N. et al. Cartographie de l'activité cérébrale par analyse automatisée du volume des gènes précoces immédiats. Cellule 165, 1789-1802 (2016).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zhao, S. et al. Sondage cellulaire et moléculaire d'organes humains intacts. Cellule 180, 796–812 (2020).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Faber, DJ, Mik, EG, Aalders, MC & van Leeuwen, TG Absorption de la lumière de l'(oxy-)hémoglobine évaluée par tomographie par cohérence optique spectroscopique. Opter. Lett. 28, 1436-1438 (2003).

Article ADS CAS PubMed Google Scholar

Claudi, F. et al. Visualisation de données enregistrées anatomiquement avec brainrender. Elife 10, e65751 (2021).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Tyson, AL et al. Un algorithme d'apprentissage en profondeur pour la détection de cellules 3D dans des ensembles de données d'images cérébrales entières de souris. Calcul PLoS. Biol. 17, e1009074 (2021).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Katona, I., Acsády, L. & Freund, TF Cibles postsynaptiques des interneurones immunoréactifs à la somatostatine dans l'hippocampe du rat. Neuroscience 88, 37–55 (1999).

Article CAS PubMed Google Scholar

Wittner, L., Henze, DA, Záborszky, L. & Buzsáki, G. Hippocampal CA3 cellules pyramidales innervent sélectivement les interneurones de l'épine. Eur. J. Neurosci. 24, 1286-1298 (2006).

Article PubMed Google Scholar

Vivar, C. et al. Entrées monosynaptiques de nouveaux neurones dans le gyrus denté. Nat. Commun. 3, 1107 (2012).

Article ADS PubMed CAS Google Scholar

Li, Y. et al. Le noyau supramammillaire se synchronise avec le gyrus denté pour réguler la récupération de la mémoire spatiale par la libération de glutamate. Elife 9, e53129 (2020).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Sun, Y. et al. Connectivité du circuit spécifique au type de cellule de CA1 hippocampique révélée par le traçage de la rage dépendant de Cre. Cell Rep. 7, 269-280 (2014).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Do, JP et al. Connexions à longue portée spécifiques au type de cellule du circuit basal du cerveau antérieur. Elife 5, e13214 (2016).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Leonard, JR, Maris, DO & Grady, MS Les lésions par percussion des fluides provoquent la perte de la choline acétyltransférase du cerveau antérieur et des cellules immunoréactives du récepteur du facteur de croissance nerveuse chez le rat. J. Neurotrauma 11, 379–392 (1994).

Article CAS PubMed Google Scholar

Schmidt, RH & Grady, MS Perte de neurones cholinergiques du cerveau antérieur suite à une blessure par percussion fluide: implications pour les troubles cognitifs dans les traumatismes crâniens fermés. J. Neurochirurgie. 83, 496-502 (1995).

Article CAS PubMed Google Scholar

Steward, O. & Scoville, SA Organisation topographique des projections de la zone entorhinale à la formation hippocampique du rat. J. Comp. Neurol. 167, 285–314 (1976).

Article CAS PubMed Google Scholar

Pesold, C. et al. La reeline est préférentiellement exprimée dans les neurones synthétisant l'acide gamma-aminobutyrique dans le cortex et l'hippocampe de rats adultes. Proc. Natl Acad. Sci. États-Unis 95, 3221–3226 (1998).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Varga, C., Lee, SY & Soltesz, I. Contrôle GABAergique sélectif de la cible de la sortie du cortex entorhinal. Nat. Neurosci. 13, 822–824 (2010).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Le Merre, P., Ährlund-Richter, S. & Carlén, M. Le cortex préfrontal de la souris : unité dans la diversité. Neurone 109, 1925-1944 (2021).

Article PubMed CAS Google Scholar

Hall, ED, Bryant, YD, Cho, W. & Sullivan, PG Évolution de la neurodégénérescence post-traumatique après une lésion cérébrale traumatique par impact cortical contrôlé chez la souris et le rat, évaluée par les méthodes de coloration à l'argent et au fluorojade de Olmos. J. Neurotrauma 25, 235–247 (2008).

Article PubMed Google Scholar

Ährlund-Richter, S. et al. Un atlas du cerveau entier d'entrée monosynaptique ciblant quatre types de cellules différents dans le cortex préfrontal médial de la souris. Nat. Neurosci. 22, 657–668 (2019).

Article PubMed CAS Google Scholar

Sun, Q. et al. Une carte du cerveau entier des entrées à longue portée des interneurones GABAergiques dans le cortex préfrontal médian de la souris. Nat. Neurosci. 22, 1357-1370 (2019).

Article CAS PubMed Google Scholar

Hunt, RF, Girskis, KM, Rubenstein, JL, Alvarez-Buylla, A. & Baraban, SC Les progéniteurs GABA greffés dans le cerveau épileptique adulte contrôlent les crises et les comportements anormaux. Nat. Neurosci. 16, 692–697 (2013).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Martinez-Losa, M. et al. Nav1.1-Les greffes d'interneurones surexprimant restaurent les rythmes cérébraux et la cognition dans un modèle murin de la maladie d'Alzheimer. Neurone 98, 75–89 (2018).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zhu, B., Eom, J. & Hunt, RF Les interneurones transplantés améliorent la précision de la mémoire après une lésion cérébrale traumatique. Nat. Commun. 10, 5156 (2019).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Larimer, P. et al. Les greffes de précurseurs d'éminence ganglionnaire caudale se dispersent et s'intègrent en tant qu'interneurones spécifiques à la lignée mais n'induisent pas de plasticité corticale. Cell Rep. 16, 1391–1404 (2016).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Povlishock, JT & Katz, DI Mise à jour de la neuropathologie et de la récupération neurologique après une lésion cérébrale traumatique. J. Tête. Réadaptation traumatologique. 20, 76–94 (2005).

Article PubMed Google Scholar

Hunt, RF, Boychuk, JA & Smith, BN Mécanismes de circuit neuronal de l'épilepsie post-traumatique. Devant. Cell Neurosci. 7, 89 (2013).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Scheff, SW et al. Synaptogenèse dans le champ CA1 de l'hippocampe suite à une lésion cérébrale traumatique. J. Neurotrauma 22, 719–732 (2005).

Article CAS PubMed Google Scholar

Ribak, CE & Reiffenstein, RJ Perte de synapse inhibitrice sélective dans les dalles corticales chroniques : une base morphologique pour la susceptibilité épileptique. Peut. J. Physiol. Pharmacol. 60, 864–870 (1982).

Article CAS PubMed Google Scholar

Purpura, DP & Housepian, EM Propriétés morphologiques et physiologiques du néocortex immature chroniquement isolé. Exp. Neurol. 4, 377–401 (1961).

Article CAS PubMed Google Scholar

Santhakumar, V. et al. Hyperexcitabilité des cellules granulaires dans le gyrus denté du rat post-traumatique précoce : l'hypothèse de la « cellule moussue irritable ». J. Physiol. 524, 117-134 (2000).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kharatishvili, I., Nissinen, JP, McIntosh, TK et Pitkänen, A. Un modèle d'épilepsie post-traumatique induite par une lésion cérébrale par percussion latérale de liquide chez le rat. Neuroscience 140, 685–697 (2006).

Article CAS PubMed Google Scholar

Kharatishvili, I., Immonen, R., Gröhn, O. & Pitkänen, A. IRM de diffusion quantitative de l'hippocampe comme marqueur de substitution pour l'épileptogenèse post-traumatique. Cerveau 130, 3155–3168 (2007).

Article PubMed Google Scholar

Hunt, RF, Scheff, SW & Smith, BN Épilepsie post-traumatique après une lésion d'impact cortical contrôlée chez la souris. Exp. Neurol. 215, 243–252 (2009).

Article PubMed Google Scholar

Hunt, RF, Scheff, SW & Smith, BN Excitation récurrente localisée au niveau régional dans le gyrus denté d'un modèle de contusion corticale de l'épilepsie post-traumatique. J. Neurophysiol. 103, 1490-1500 (2010).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Sharp, DJ, Scott, G. & Leech, R. Dysfonctionnement du réseau après une lésion cérébrale traumatique. Nat. Rév. Neurol. 10, 156-166 (2014).

Article PubMed Google Scholar

Marquezde de la Plata, CD et al. Déficits de connectivité fonctionnelle des circuits de l'hippocampe et du lobe frontal après une lésion axonale traumatique. Cambre. Neurol. 68, 74-84 (2011).

Article Google Scholar

Harris, NG et al. La déconnexion et l'hyper-connectivité sous-tendent la réorganisation après TBI : une analyse connectomique fonctionnelle des rongeurs. Exp. Neurol. 277, 124-138 (2016).

Article CAS PubMed Google Scholar

Nakamura, T., Hillary, FG & Biswal, BB Plasticité du réseau au repos suite à une lésion cérébrale. PLoS One 4, e8220 (2009).

Article ADS PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

Johnson, VE, Stewart, W. & Smith, DH Pathologie axonale dans les lésions cérébrales traumatiques. Exp. Neurol. 246, 35–43 (2013).

Article CAS PubMed Google Scholar

Jankowski, MM et al. Le thalamus antérieur fournit un circuit sous-cortical supportant la mémoire et la navigation spatiale. Devant. Syst. Neurosci. 7, 45 (2013).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Kapfer, C., Glickfeld, LL, Atallah, BV et Scanziani, M. Augmentation supralinéaire de l'inhibition récurrente lors d'une faible activité dans le cortex somatosensoriel. Nat. Neurosci. 10, 743–753 (2007).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Silberberg, G. & Markram, H. Inhibition disynaptique entre les cellules pyramidales néocorticales médiée par les cellules de Martinotti. Neurone 53, 735–746 (2007).

Article CAS PubMed Google Scholar

Cholvin, T., Hainmueller, T. & Bartos, M. L'hippocampe convertit les entrées entorhinales dynamiques en cartes spatiales stables. Neurone 109, 3135–3148 (2021).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kawaguchi, Y. Modulation cholinergique sélective des sous-types de cellules GABAergiques corticales. J. Neurophysiol. 78, 1743–1747 (1997).

Article CAS PubMed Google Scholar

Kahn, JB, Port, RG, Yue, C., Takano, H. & Coulter, DA Les interventions basées sur les circuits dans le gyrus denté sauvent le dysfonctionnement cognitif associé à l'épilepsie. Cerveau 142, 2705–2721 (2019).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Pignatelli, M. et al. L'état d'excitabilité des cellules d'engramme détermine l'efficacité de la récupération de la mémoire. Neurone 101, 274-284 (2019).

Article CAS PubMed Google Scholar

Doerr, J. et al. Cartographie 3D du cerveau entier de l'innervation de la greffe neurale humaine. Nat. Commun. 8, 1–7 (2017).

Article ADS CAS Google Scholar

Tornero, D. et al. Entrées synaptiques du cerveau blessé par accident vasculaire cérébral aux neurones greffés dérivés de cellules souches humaines activés par des stimuli sensoriels. Cerveau 140, 692–706 (2017).

Google Scholar PubMed

Alvarez-Dolado, M. et al. Inhibition corticale modifiée par des précurseurs neuronaux embryonnaires greffés dans le cerveau postnatal. J. Neurosci. 26, 7380–7389 (2006).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Bráz, JM et al. Les précurseurs des neurones GABAergiques du cerveau antérieur s'intègrent dans la moelle épinière adulte et réduisent la douleur neuropathique induite par les blessures. Neurone 74, 663–675 (2012).

Article PubMed PubMed Central CAS Google Scholar

Etlin, A. et al. Intégration synaptique fonctionnelle des précurseurs GABAergiques du cerveau antérieur dans la moelle épinière adulte. J. Neurosci. 36, 11634–11645 (2016).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Priya, R. et al. Le Transporteur Vésiculaire De GABA Est Nécessaire Pour La Plasticité De La Période Critique Induite Par La Greffe Chez La Souris Visual Cortex. J. Neurosci. 39, 2635-2648 (2019).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Southwell, DG, Froemke, RC, Alvarez-Buylla, A., Stryker, MP & Gandhi, SP Plasticité corticale induite par la transplantation de neurones inhibiteurs. Sciences 327, 1145-1148 (2010).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zheng, X. et al. Les interneurones de l'hôte assurent la médiation de la plasticité réactivée par la transplantation de cellules inhibitrices embryonnaires dans le cortex visuel de la souris. Nat. Commun. 12, 862 (2021).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hsieh, JY & Baraban, SC Les progéniteurs de l'éminence ganglionnaire médiale transplantés dans l'hippocampe s'intègrent de manière fonctionnelle et appropriée au sous-type. eNeuro 4, pii : ENEURO.0359-16 (2017).

Howard, MA et Baraban, SC Intégration synaptique de cellules progénitrices d'interneurones transplantées dans des réseaux corticaux natifs. J. Neurophysiol. 116, 472–478 (2016).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Baraban, SC et al. Réduction des crises par transplantation de précurseurs d'interneurones GABAergiques corticaux chez des souris mutantes Kv1.1. Proc. Natl Acad. Sci. Etats-Unis. 106, 15472–15477 (2009).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Lavin, TK, Jin, L., Lea, NE & Wickersham, IR Le succès du traçage monosynaptique dépend essentiellement des concentrations de virus auxiliaires. Devant. Synaptic Neurosci. 12, 6 (2020).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Wickersham, IR et al. Restriction monosynaptique du traçage transsynaptique à partir de neurones uniques génétiquement ciblés. Neurone 53, 639–647 (2007).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kirst, C. et al. Cartographie de l'organisation à petite échelle et de la plasticité de la vascularisation cérébrale. Cellule 180, 780–795 (2020).

Article CAS PubMed Google Scholar

Wang, Q. et al. Le cadre de coordonnées communes du cerveau de la souris Allen : un atlas de référence 3D. Cellule 181, 936–953 (2020).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Niedworok, CJ et al. aMAP est un pipeline validé pour l'enregistrement et la segmentation des données cérébrales de souris à haute résolution. Nat. Commun. 7, 11879 (2016).

Article ADS PubMed PubMed Central Google Scholar

Schmued, LC, Stowers, CC, Scallet, AC & Xu, L. Fluoro-Jade C se traduit par un marquage ultra haute résolution et contrasté des neurones en dégénérescence. Cerveau Res. 1035, 24-31 (2005).

Article CAS PubMed Google Scholar

Liu, YJ et al. Traçage des entrées des neurones inhibiteurs ou excitateurs du cortex visuel de la souris et du chat avec un virus de la rage ciblé. Courant. Biol. 23, 1746–1755 (2013).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

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Ce travail a été soutenu par le financement des subventions des National Institutes of Health R01 – NS096012 (RFH), F31 – NS106806 (JCF) et R01 – EY024890 (DCL), des bourses du programme de recherche de premier cycle d'été de l'UCI (SURP) (SP et QC ) et rendu possible en partie grâce à l'accès à l'Optical Biology Core Facility du Developmental Biology Center, une ressource partagée financée par la subvention de soutien du centre de cancérologie (CA-62203) et la subvention de soutien du centre de systèmes biologiques complexes (GM-076516) au Université de Californie, Irvine. Ce travail a également été soutenu par le GT3 Core Facility du Salk Institute avec un financement du NIH-NCI CCSG : P30-014195, une subvention de base NINDS R24 et un financement de NEI. Nous remercions le Dr Charles Ribak et les membres du laboratoire Hunt pour des discussions et des commentaires utiles sur les versions antérieures de ce manuscrit.

Ces auteurs ont contribué à parts égales : Jan C. Frankowski, Alexa Tierno.

Département d'anatomie et de neurobiologie, Université de Californie, Irvine, CA, 92697, États-Unis

Jan C. Frankowski, Alexa Tender, Shreya Pavani, Quincy Cao, David C. Lyon et Robert F. Hunt

Centre de recherche sur l'épilepsie, Université de Californie, Irvine, CA, 92697, États-Unis

Robert F. Hunt

Centre de recherche sur les cellules souches Sue et Bill Gross, Université de Californie, Irvine, CA, 92697, États-Unis

Robert F. Hunt

Centre de neurobiologie de l'apprentissage et de la mémoire, Université de Californie, Irvine, Irvine, CA, 92697, États-Unis

Robert F. Hunt

Centre de cartographie des circuits neuronaux, Université de Californie, Irvine, Irvine, CA, 92697, États-Unis

Robert F. Hunt

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JCF et AT ont apporté des contributions égales, et ces auteurs sont classés par ordre alphabétique. JCF a effectué l'immunomarquage, le nettoyage du cerveau iDISCO+, l'imagerie confocale et la feuille de lumière ; écrit du code Python ; effectuer des quantifications de comptage de cellules et des analyses de données initiales ; a contribué au financement de la bourse et a rédigé des ébauches pour certaines parties des méthodes et des chiffres initiaux. AT a effectué une immunocoloration, une imagerie confocale et une feuille de lumière ; code Python modifié ; quantifications du nombre de cellules et analyses finales des données ; assemblé les données sources, les chiffres finaux et édité le manuscrit. SP a effectué l'histologie, l'analyse des données et édité le manuscrit. QC a effectué une analyse des données et édité le manuscrit. DCL a contribué au financement, au virus de la rage et a édité le manuscrit. RFH a contribué au concept, à la conception, à l'exécution et à l'analyse de toutes les expériences, au financement et à la rédaction du manuscrit.

Correspondance avec Alexa Tender ou Robert F. Hunt.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Nature Communications remercie MacKenzie Howard, Chris Dulla et les autres examinateurs anonymes pour leur contribution à l'examen par les pairs de ce travail.

Note de l'éditeur Springer Nature reste neutre en ce qui concerne les revendications juridictionnelles dans les cartes publiées et les affiliations institutionnelles.

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Réimpressions et autorisations

Frankowski, JC, Tender, A, Pavani, S et al. Reconstruction cérébrale des circuits inhibiteurs après une lésion cérébrale traumatique. Nat Commun 13, 3417 (2022). https://doi.org/10.1038/s41467-022-31072-2

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Reçu : 11 novembre 2021

Accepté : 31 mai 2022

Publié: 14 juin 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41467-022-31072-2

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